Текст очень длинный, поэтому разбит на части. Часть 3 из 4.
Если на данной стадии наблюдается обугливание, прибавляют несколько капель азотной кислоты Р и продол- жают кипячение до исчезновения окраски. Смесь охлаждают несколько минут, с осторожностью прибавляют 10 мл воды Р и кипятят до получе- ния прозрачного раствора. Охлаждают, прибав- ляют 0,05 мл раствора метилового оранжевого Р и нейтрализуют раствором натрия гидрок- сида концентрированным Р (приблизительно 6,5 – 7 мл). Если образуется осадок, его раство- ряют, прибавляя по каплям достаточный объем серной кислоты разбавленной Р. Переносят рас- твор в коническую колбу вместимостью 250 мл, промывая колбу для минерализации 25 мл воды Р. Прибавляют 25,0 мл 0,02 М раствора натрия эдетата, 10 мл ацетатного буферно- 90 го раствора с рН 4,4 Р, несколько стеклянных шариков и осторожно кипятят 3 мин, прибав- ляют 0,1 мл раствора пиридилазонафтола Р и титруют горячий раствор 0,02 М раствором меди сульфата до изменения окраски раствора на пурпурно-коричневую. Параллельно проводят контрольный опыт. 1 мл 0,02 М раствора натрия эдетата соот- ветствует 0,5396 мг Al. МЕТОДИКА 2 Испытуемый образец. В круглодонную кол- бу вместимостью 100 мл помещают соответству- ющее количество гомогенизированного образца, содержащего около 1 мг алюминия, прибавля- ют 2 мл раствора серной кислоты разбавлен- ной Р, перемешивают и нагревают до кипения. Во избежание выпаривания жидкости в колбу после закипания раствора периодически вносят при перемешивании от 2 до 5 раз по 5 мл воды Р и продолжают нагревать до полного растворе- ния осадка. Полученный раствор охлаждают до температуры от 15 °С до 25 °С, переносят в коническую колбу вместимостью 250 мл, про- мывая круглодонную колбу 25 мл воды Р. Прибавляют 10 мл ацетатного буферного раствора с рН 4,5 Р и 10,0 мл 0,01 М раствора натрия эдетата, перемешивают и нагревают до кипения. Полученный раствор охлаждают до температуры от 15 °С до 25 °С, прибавляют 25 мл этанола (96 %) Р, 1 мл раствора 0,25 г/л дитизона Р в ацетоне Р, перемешивают и ти- труют 0,01 М раствором цинка сульфата до из- менения окраски на красную. Параллельно проводят контрольный опыт. 1 мл 0,01 М раствора натрия эдетата соот- ветствует 0,2698 мг Al. 201110011-2023 2.1.11.11. ФЕНОЛ В ИММУНОСЫВОРОТКАХ, ВАКЦИНАХ И АЛЛЕРГЕНАХ Испытуемый раствор. Гомогенизирован- ный испытуемый образец разводят водой Р до объема, необходимого для получения раствора фенола с концентрацией около 15 мкг/мл. Растворы сравнения. Готовят ряд рас- творов сравнения с фенолом Р, содержащих 5 мкг/мл, 10 мкг/мл, 15 мкг/мл, 20 мкг/мл и 30 мкг/мл фенола соответственно. К 5,0 мл испытуемого раствора и 5,0 мл каждого из растворов сравнения прибавляют по 5,0 мл буферного раствора с рН 9,0 Р, 5,0 мл раствора аминопиразолона Р и 5,0 мл раствора калия феррицианида Р. Выдерживают получен- ные растворы 10 мин и измеряют их оптическую плотность (2.1.2.24) при длине волны 546 нм. Строят калибровочную кривую и рассчиты- вают содержание фенола в испытуемом образце. 201110012-2023 2.1.11.12. БЕЛОК В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упа- ковки с испытуемым образцом количественно переносят в мерную колбу подходящего объе- ма и доводят водой Р для получения раствора полисахарида с концентрацией около 5 мг/мл. 1,0 мл полученного раствора помещают в сте- клянную пробирку, прибавляют 0,15 мл раство- ра 400 г/л трихлоруксусной кислоты Р, встря- хивают, выдерживают 15 мин, центрифугируют 10 мин при скорости вращения 5000 об/мин и отбрасывают надосадочную жидкость. К по- лученному осадку прибавляют 0,4 мл раствора 4,2 г/л натрия гидроксида Р. Растворы сравнения.
0,100 г альбумина бычьего Р растворяют в 100,0 мл раствора 4,2 г/л натрия гидроксида Р (основной раствор с концентрацией белка 1 г/л). 1,0 мл основного раствора доводят раствором 4,2 г/л натрия гидроксида Р до объема 20,0 мл (рабочее раз- ведение 1 с концентрацией белка 50 мг/л). 1,0 мл основного раствора доводят раствором 4,2 г/л натрия гидроксида Р до объема 4,0 мл (рабочее разведение 2 с концентрацией белка 250 мг/л). В 3 стеклянные пробирки помещают по 0,10 мл, 0,20 мл и 0,40 мл рабочего разведения 1, а в 3 другие стеклянные пробирки – по 0,15 мл, 0,20 мл и 0,25 мл рабочего разведения 2. До- водят объем раствора в каждой пробирке до 0,40 мл, используя раствор 4,2 г/л натрия ги- дроксида Р. Компенсационный раствор. Готовят, исполь- зуя 0,40 мл раствора 4,2 г/л натрия гидроксида Р. В каждую пробирку прибавляют по 2,0 мл медно-тартратного раствора Р3, встряхивают и выдерживают 10 мин. Далее в пробирки при- бавляют по 0,2 мл смеси из равных объемов фос- 91 форномолибденово-вольфрамового реактива Р и воды Р, приготовленной непосредственно перед использованием. Закрывают пробирки, перемешивают, переворачивая их, и дают отстояться в темном месте 30 мин. Синяя окра- ска остается стабильной 60 мин. При необходи- мости центрифугируют для получения прозрач- ных растворов. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) растворов при длине волны 760 нм относитель- но компенсационного раствора. Строят калибровочную кривую зависимости значений оптической плотности шести раство- ров сравнения от соответствующего содержания белка и с ее помощью определяют концентра- цию белка в испытуемом растворе. 201110013-2023 2.1.11.13. НУКЛЕИНОВЫЕ КИСЛОТЫ В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упаковки с испытуемым образцом количественно переносят в мерную колбу подходящего объема и доводят водой Р для получения раствора поли- сахарида с концентрацией около 5 мг/мл. При необходимости разводят испытуемый раствор до достижения значения оптической плотности, подходящего для используемо- го прибора. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) раствора при длине волны 260 нм. Оптическая плотность раствора 1 г/л нуклеи- новой кислоты при длине волны 260 нм равна 20. 201110014-2023 2.1.11.14. ФОСФОР В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упаковки с испытуемым образцом количественно перено- сят в мерную колбу подходящего объема и дово- дят водой Р для получения раствора полисахарида с концентрацией около 5 мг/мл. Раствор разводят до концентрации фосфора около 6 мкг/мл. Пере- носят 1,0 мл полученного раствора в пробирку из термостойкого стекла вместимостью 10 мл. Растворы сравнения. 0,2194 г калия диги- дрофосфата Р растворяют в воде Р и доводят тем же растворителем до объема 500,0 мл (ос- новной раствор с концентрацией фосфора 0,1 мг/мл). 5,0 мл полученного раствора доводят водой Р до объема 100,0 мл (разбавленный раствор с концентрацией фосфора 0,005 мг/мл). Переносят 0,5 мл, 1,0 мл и 2,0 мл разбавленного раствора в 3 пробирки из термостойкого стекла. Компенсационный раствор. Готовят в про- бирке из термостойкого стекла, используя 2,0 мл воды Р. В каждую пробирку прибавляют по 0,2 мл серной кислоты Р. Пробирки нагревают в мас- ляной бане при температуре 120 °C в течение 1 ч, а затем при температуре 160 °C до появ- ления белого дыма (около 1 ч). Прибавляют по 0,1 мл хлорной кислоты Р и нагревают при температуре 160 °C до обесцвечивания раство- ра (около 90 мин). Охлаждают и прибавляют в пробирки по 4,0 мл воды Р и 4,0 мл реакти- ва аммония молибдата Р.
Нагревают в водяной бане при температуре 37 °C в течение 90 мин, охлаждают и доводят водой Р до объема 10,0 мл. Синяя окраска растворов остается стабильной в течение нескольких часов. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) растворов при длине волны 820 нм относитель- но компенсационного раствора. Строят калибровочную кривую зависимости оптической плотности трех растворов сравне- ния от соответствующего содержания фосфора и с ее помощью определяют концентрацию фос- фора в испытуемом растворе. 201110015-2023 2.1.11.15. O-АЦЕТИЛ В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упа- ковки с испытуемым образцом количествен- но переносят в мерную колбу подходящего объема и доводят водой Р для получения рас- твора полисахарида с концентрацией около 5 мг/мл. Разводят раствор так, чтобы объемы, используемые в испытании, содержали от 30 мкг до 600 мкг ацетилхолина хлорида (O-ацетил). Помещают 0,3 мл, 0,5 мл и 1,0 мл полученно- го раствора в двух повторностях в 6 пробирок 92 (3 реагирующих раствора и 3 корректирующих раствора). Растворы сравнения. 0,150 г ацетилхолина хлорида Р растворяют в воде Р и доводят тем же растворителем до объема 10,0 мл (основной раствор с концентрацией ацетилхолина хлорида 15 г/л). 1,0 мл основного раствора непосред- ственно перед использованием доводят водой Р до объема 50,0 мл (рабочее разведение 1 с кон- центрацией ацетилхолина хлорида 300 мкг/мл). 1,0 мл основного раствора непосредственно перед использованием доводят водой Р до объема 25,0 мл (рабочее разведение 2 с концентрацией ацетилхолина хлорида 600 мкг/мл). Помеща- ют 0,1 мл и 0,4 мл рабочего разведения 1 в двух повторностях (реагирующий и корректирующий растворы) в 4 пробирки, 0,6 мл и 1,0 мл рабочего разведения 2 в двух повторностях (реагирующий и корректирующий растворы) в другие 4 пробирки. Компенсационный раствор. Готовят, исполь- зуя 1,0 мл воды Р. Объем раствора в каждой пробирке доводят водой Р до 1,0 мл. В пробирки с корректирую- щим раствором и компенсационным раствором прибавляют по 1,0 мл раствора 412 г/л хлорово- дородной кислоты Р и далее – по 2,0 мл раство- ра гидроксиламина щелочного Р. Выдерживают точно 2 мин для протекания реакции и прибав- ляют в пробирки с реагирующим раствором по 1,0 мл раствора 412 г/л хлороводородной кисло- ты Р. В каждую пробирку прибавляют по 1,0 мл раствора 100 г/л железа (III) хлорида Р в раство- ре 10,3 г/л хлороводородной кислоты Р, закры- вают пробирки пробками и энергично встряхи- вают для удаления пузырьков. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) растворов при длине волны 540 нм относитель- но компенсационного раствора. Из значения оптической плотности каждого реагирующего рас- твора вычитают значение оптической плотности соответствующего корректирующего раствора. Строят калибровочную кривую зависимости скорректированных значений оптической плот- ности четырех растворов сравнения от соответ- ствующего содержания ацетилхолина хлорида и с ее помощью определяют концентрацию ацетилхолина хлорида в испытуемом растворе для каждого исследуемого объема. Рассчиты- вают среднее по трем значениям концентрации ацетилхолина хлорида. 1 моль ацетилхолина хлорида (181,7 г) соот- ветствует 1 моль O-ацетила (43,05 г). 201110016-2023 2.1.11.16. ГЕКСОЗАМИНЫ В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упа- ковки с испытуемым образцом количественно переносят в мерную колбу подходящего объе- ма и доводят водой Р для получения раствора полисахарида с концентрацией около 5 мг/мл. Разводят раствор так, чтобы объемы, исполь- зуемые в испытании, содержали от 125 мкг до 500 мкг глюкозамина (гексозамина).
Помеща- ют 1,0 мл полученного раствора в градуирован- ную пробирку. Растворы сравнения. 60 мг глюкозамина гидрохлорида Р растворяют в воде Р и дово- дят тем же растворителем до объема 100,0 мл (основной раствор с концентрацией глюкоза- мина 0,500 г/л). Помещают 0,25 мл, 0,50 мл, 0,75 мл и 1,0 мл основного раствора в 4 градуи- рованные пробирки. Компенсационный раствор. Готовят, исполь- зуя 1,0 мл воды Р. Ацетилацетоновый реактив. Готовят не- посредственно перед использованием. Сме- шивают один объем ацетилацетона Р и 50 объемов раствора 53 г/л натрия карбоната безводного Р. Диметиламинобензальдегида раствор. Го- товят непосредственно перед использованием. Растворяют 0,8 г диметиламинобензальдеги- да Р в 15 мл этанола (96 %) Р и прибавляют 15 мл хлороводородной кислоты Р. Объем раствора в каждой пробирке дово- дят водой Р до 1,0 мл. В пробирки прибавляют по 1,0 мл раствора 824 г/л хлороводородной кислоты Р, закрывают пробками, выдерживают в водяной бане 1 ч и охлаждают до температу- ры от 15 °С до 25 °С. Далее в пробирки при- бавляют по 0,05 мл раствора 5 г/л тимолфта- леина Р в этаноле (96 %) Р. Добавляют раствор 200 г/л натрия гидроксида Р до появления го- лубого окрашивания, а затем раствор 103 г/л хлороводородной кислоты Р до обесцвечивания раствора. Объем раствора в каждой пробирке доводят водой Р до 10,0 мл (нейтрализованные гидролизаты). Во вторую серию градуированных проби- рок объемом 10 мл помещают по 1,0 мл каждо- го нейтрализованного гидролизата. В пробирки 93 прибавляют по 1,0 мл ацетилацетонового реак- тива. Пробирки закрывают пробками, выдер- живают в водяной бане при температуре 90 °C в течение 45 мин и охлаждают до температу- ры от 15 °С до 25 °С. В пробирки прибавляют по 2,5 мл этанола (96 %) Р и 1,0 мл раствора диметиламинобензальдегида, доводят объем растворов в пробирках этанолом (96 %) Р до 10,0 мл. Пробирки закрывают, содержи- мое перемешивают, переворачивая пробирки, и выдерживают в темном месте 90 мин. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) растворов при длине волны 530 нм относитель- но компенсационного раствора. Строят калибровочную кривую зависимо- сти значений оптической плотности четырех растворов сравнения от соответствующего со- держания гексозамина и с ее помощью опреде- ляют концентрацию гексозамина в испытуемом растворе. 201110017-2023 2.1.11.17. МЕТИЛПЕНТОЗЫ В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упа- ковки с испытуемым образцом количественно переносят в мерную колбу подходящего объе- ма и доводят водой Р для получения раствора полисахарида с концентрацией около 5 мг/мл. Разводят раствор так, чтобы объемы, исполь- зуемые в испытании, содержали от 2 мкг до 20 мкг рамнозы (метилпентозы). Помещают 0,25 мл, 0,50 мл и 1,0 мл полученного раствора в 3 пробирки. Растворы сравнения. 0,100 г рамнозы Р растворяют в воде Р и доводят тем же раствори- телем до объема 100,0 мл (основной раствор с концентрацией метилпентозы 1 г/л). Непосред- ственно перед использованием 1,0 мл основно- го раствора доводят водой Р до объема 50,0 мл (рабочее разведение с концентрацией метилпен- тозы 20 мг/л). В 5 пробирок помещают 0,10 мл, 0,25 мл, 0,50 мл, 0,75 мл и 1,0 мл рабочего разведения. Компенсационный раствор. Готовят, исполь- зуя 1,0 мл воды Р. Объем раствора в каждой пробирке доводят водой Р до 1,0 мл. Пробирки помещают в ледя- ную баню, прибавляют по каплям при постоян- ном помешивании по 4,5 мл охлажденной смеси, состоящей из одного объема воды Р и 6 объ- емов серной кислоты Р.
Пробирки нагревают до температуры от 15 °С до 25 °С и далее про- должают нагревание на водяной бане в течение нескольких минут. Охлаждают до температуры от 15 °С до 25 °С. В каждую пробирку прибавля- ют по 0,10 мл приготовленного непосредствен- но перед использованием раствора 30 г/л цис- теина гидрохлорида Р. Пробирки встряхивают и выдерживают 2 ч. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) растворов при длинах волн 396 нм и 430 нм. Для каждого раствора рассчитывают разницу между значением оптической плотности, изме- ренным при длине волны 396 нм, и ее значени- ем, измеренным при длине волны 430 нм. Строят калибровочную кривую зависимости значений оптической плотности пяти растворов сравнения от соответствующего содержания метилпентозы и с ее помощью определяют кон- центрацию метилпентозы в испытуемом раство- ре для каждого исследуемого объема. Рассчиты- вают среднее по трем значениям концентрации метилпентозы. 201110018-2023 2.1.11.18. УРОНОВЫЕ КИСЛОТЫ В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое упа- ковки с испытуемым образцом количественно переносят в мерную колбу подходящего объе- ма и доводят водой Р для получения раствора полисахарида с концентрацией около 5 мг/мл. Разводят раствор так, чтбы объемы, используе- мые в испытании, содержали от 4 мкг до 40 мкг глюкуроновой кислоты (уроновых кислот). По- мещают 0,25 мл, 0,50 мл и 1,0 мл полученного раствора в 3 пробирки. Растворы сравнения. 50 мг натрия глюкуро- ната Р растворяют в воде Р и доводят тем же растворителем до объема 100,0 мл (основной раствор с концентрацией глюкуроновой кис- лоты 0,4 г/л). Непосредственно перед исполь- зованием 5,0 мл основного раствора разводят водой Р до объема 50,0 мл (рабочее разведение 94 с концентрацией глюкуроновой кислоты 40 мг/л). В 5 пробирок помещают 0,10 мл, 0,25 мл, 0,50 мл, 0,75 мл и 1,0 мл рабочего разведения. Компенсационный раствор. Готовят, исполь- зуя 1,0 мл воды Р. Объем в каждой пробирке доводят водой Р до 1,0 мл. Помещают пробирки в ледяную баню и при постоянном перемешивании прибавляют в каждую пробирку по каплям по 5,0 мл буры раствора Р. Закрывают пробирки пробками и выдерживают в водяной бане 15 мин. Охлаж- дают до температуры от 15 °С до 25 °С. В про- бирки добавляют по 0,20 мл раствора 1,25 г/л карбазола Р в этаноле Р. Закрывают пробир- ки пробками и выдерживают в водяной бане 15 мин. Охлаждают до температуры от 15 °С до 25 °С. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) растворов при длине волны 530 нм. Строят калибровочную кривую зависимости значений оптической плотности пяти растворов сравнения от содержания глюкуроновой кисло- ты и с ее помощью определяют концентрацию глюкуроновой кислоты в испытуемом растворе для каждого исследуемого объема. Рассчиты- вают среднее по трем значениям концентрации глюкуроновой кислоты. 201110019-2023 2.1.11.19. СИАЛОВАЯ КИСЛОТА В ПОЛИСАХАРИДНЫХ ВАКЦИНАХ Испытуемый раствор. Содержимое одной или нескольких упаковок с испытуемым образ- цом количественно переносят в мерную колбу подходящего объема и доводят водой Р для по- лучения раствора полисахарида с концентра- цией около 250 мкг/мл. Переносят с помощью шприца 4,0 мл полученного раствора в ультра- фильтрационную ячейку вместимостью 10 мл, пропускающую молекулы с относительной мо- лекулярной массой менее 50 000. Дважды про- мывают шприц водой Р, промывную жидкость переносят в ту же ультрафильтрационную ячей- ку. Проводят ультрафильтрацию при постоян- ном перемешивании в присутствии азота Р под давлением около 150 кПa.
Наполняют ячей- ку водой Р каждый раз, когда объем жидкости в ней уменьшается до 1 мл, до тех пор, пока не профильтруется 200 мл, а оставшийся в ячей- ке объем не будет составлять около 2 мл. Остав- шуюся жидкость переносят с помощью шприца в мерную колбу вместимостью 10 мл. Ячейку трижды промывают водой Р порциями по 2 мл. Промывную жидкость переносят в ту же мер- ную колбу и доводят водой Р до объема 10,0 мл (испытуемый раствор). В две пробирки помеща- ют по 2,0 мл испытуемого раствора. Растворы сравнения. Используют растворы сравнения, указанные в частной фармакопейной статье. Готовят 2 серии из трех пробирок. В про- бирки каждой серии помещают 0,5 мл, 1,0 мл и 1,5 мл раствора сравнения, соответствующего типу вакцины, предназначенной для испытания, и объем в каждой пробирке доводят водой Р до 2,0 мл. Контрольный раствор. Готовят с использо- ванием воды Р по 2,0 мл в двух пробирках. В каждую пробирку прибавляют по 5,0 мл резорцина реактива Р. Пробирки нагревают при температуре 105 °С в течение 15 мин, ох- лаждают в холодной воде и помещают в ледя- ную баню. В пробирки прибавляют по 5,0 мл изоамилового спирта Р, содержимое тщательно перемешивают и выдерживают в ледяной бане 15 мин. Пробирки центрифугируют и держат их в ледяной бане до проведения измерения. Измеряют оптическую плотность (2.1.2.24) верхнего слоя при 580 нм и 450 нм, используя изоамиловый спирт Р в качестве компенсацион- ного раствора. Для каждой длины волны рассчитывают среднее из значений оптической плотности, полученных для двух идентичных растворов. Вычитают среднее значение оптической плотно- сти контрольного раствора из средних значений, полученных для других растворов. Строят кривую зависимости разницы между значениями оптической плотности при 580 нм и 450 нм растворов сравнения от содержания сиаловой кислоты (N-ацетилнейраминовой кислоты) и с ее помощью определяют кон- центрацию сиаловой кислоты в испытуемом растворе. 95 2.2. РЕАКТИВЫ 96 202010001-2023 2.2.1.1. РЕАКТИВЫ ДОПОЛНЕНИЕ Натрия карбоната раствор Р2. Раствор 40 г/л натрия карбоната безводного Р в 0,2 М растворе натрия гидроксида. Папаин. [9001-73-4]. Протеолитический фермент, получаемый из млечного сока зеленых плодов и листьев Carica papaya L. Активность фермента должна быть подтверждена. 2.2.1. РЕАКТИВЫ, СТАНДАРТНЫЕ РАСТВОРЫ, БУФЕРНЫЕ РАСТВОРЫ 97 2.3. ОБЩИЕ ТЕКСТЫ 98 203010005-2023 2.3.1.5. МЕТОДЫ ОБЕСПЕЧЕНИЯ СТЕРИЛЬНОСТИ ПРОДУКТОВ Стерильность – отсутствие жизнеспособ- ных микроорганизмов, определяемое уровнем обеспечения стерильности с содержанием жиз- неспособных микроорганизмов в количестве не более 10-6. Стерильность является критическим показателем качества для широкого спектра ле- карственных средств, например: – лекарственных препаратов, которые долж- ны быть стерильными по причине способа их введения, таких как лекарственные препара- ты для парентерального и офтальмологического применения, а также некоторые лекарственные препараты для ингаляционного применения, ле- карственные препараты для орошения и лекар- ственные препараты для внутриматочного вве- дения; – лекарственных препаратов, наносимых на значительно поврежденную кожу (раневую по- верхность), таких как лекарственные препараты для наружного применения в виде мягких лекар- ственных форм; – субстанции для фармацевтического при- менения, предназначенные для производства стерильных лекарственных препаратов без последующей стерилизации (в асептических условиях). Стерильные продукты получают в соответ- ствующих условиях и упаковывают в подхо- дящую упаковку.
Рекомендуется, чтобы выбор упаковки позволял применять оптимальный процесс стерилизации продукта. Упаковка и система укупорки должны обеспечивать сохранение стерильности продукта в течение всего срока годности (срока хранения). Условия процесса стерилизации выбира- ют таким образом, чтобы достигалась макси- мальная степень стерильности, совместимая с лекарственным средством, и, если примени- мо, выбирают процесс, в котором продукт сте- рилизуется в его конечной упаковке (финишная стерилизация). При использовании полностью валидированного метода финишной стерили- зации насыщенным паром, сухим жаром или ионизирующим излучением, при наличии раз- решения уполномоченного органа, может осу- ществляться выпуск продукции по параметрам (то есть выпуск партии стерильного продукта на основе данных процесса без передачи об- разца для испытания на стерильность). Если финишная стерилизация невозможна, произ- водство осуществляют в асептических условиях или применяют стерилизующую фильтрацию. Для дополнительной гарантии обеспечения сте- рильности, если применимо, проводят подхо- дящую дополнительную обработку (например, нагревание) продукта в его конечной упаковке. Так как достижение стерильности каждой единицы из группы объектов, подвергнутых процессу стерилизации, не может быть ни га- рантировано, ни подтверждено, важно изучить влияние выбранной процедуры стерилизации на продукт (включая конечную упаковку), что- бы быть уверенным в эффективности процесса и сохранности продукта, а также валидировать процедуру перед ее применением на практике. Недостаточное соблюдение валидированного процесса приводит к риску получения несте- рильного и (или) некачественного продукта. Общая фармакопейная статья содержит ука- зания по валидации, условиям и контролю про- цессов стерилизации. Описанные методы при- меняют главным образом для инактивации или удаления бактерий и грибов (дрожжей и плесне- вых). Для биологических продуктов животного или человеческого происхождения или в тех случаях, когда такой материал использовался в процессе производства, в ходе валидации необходимо под- твердить, что процесс пригоден для удаления или инактивации любого вирусного заражения. Допол- нительные указания приведены в общей фармако- пейной статье 2.3.1.3. Вирусная безопасность. Эффективность процесса стерилизации зависит от используемого метода, условий обра- ботки (например, времени, температуры, влаж- ности), уровня и типа контаминации микроор- ганизмами до стерилизации и состава продукта. Инактивация микроорганизмов физическими или химическими средствами происходит согласно экспоненциальному закону, поэтому всегда суще- ствует ненулевая вероятность того, что микроорга- низм может выдержать процесс стерилизации. 2.3.1. ОБЩИЕ ТЕКСТЫ ПО МИКРОБИОЛОГИИ 99 Уровень обеспечения стерильности Для методов, описанных ниже, при необ- ходимости, указывают уровень обеспечения стерильности, выражающий для конкретного процесса стерилизации вероятность выживания микроорганизмов в продукте после воздействия процесса. Например, уровень обеспечения сте- рильности 10-6 означает вероятность наличия не более одной единицы нестерильного продук- та из 1 · 106 простерилизованных единиц про- дукта. Уровень обеспечения стерильности для конкретного продукта устанавливают с помо- щью соответствующей валидации процесса сте- рилизации.
Контаминация микроорганизмами характеризуется количеством, типом и устой- чивостью любых присутствующих микроорга- низмов, поэтому микробиологический монито- ринг и установление соответствующих пределов необходимы для всех компонентов, входящих в состав стерильного лекарственного препара- та. Меры, предназначенные для уменьшения контаминации микроорганизмами, такие как фильтрация перед стерилизацией, будут в значи- тельной степени способствовать обеспечению стерильности. Компоненты в составе продукта могут влиять на поведение микроорганизмов, присутствующих в продукте, что в свою очередь может влиять на эффективность процесса сте- рилизации. Например, активность воды (Aw), pH и присутствие веществ с антимикробной актив- ностью могут повлиять на устойчивость любых присутствующих микроорганизмов. Активность воды или компоненты, входящие в состав про- дукта (включая присутствие отдельных компо- нентов питательных сред), могут оказать вли- яние на количество микроорганизмов и, таким образом, на эффективность процесса мембран- ной фильтрации. МЕТОДЫ И УСЛОВИЯ СТЕРИЛИЗАЦИИ Стерилизация может осуществляться одним из методов, описанных ниже. Модификации или комбинации этих методов могут быть исполь- зованы при условии, что выбранный процесс стерилизации валидирован и обеспечивает как ее эффективность, так и сохранность продукта, включая целостность упаковки. Мониторинг критических параметров процесса проводят для всех методов стерилизации для подтверждения, что любые ранее установленные требования или условия соблюдаются на протяжении всего процесса стерилизации всей серии (партии) про- дукта. Это применимо во всех случаях, включая стандартные условия стерилизации. Руковод- ство по валидации процесса стерилизации па- ром с использованием F0 концепции описано в общей фармакопейной статье 2.3.1.6. Приме- нение F-концепций при термической стерилиза- ции. Для разработки и валидации процессов сте- рилизации, а также для мониторинга процессов газовой стерилизации используют биологиче- ские индикаторы стерилизации. Указания по ис- пользованию биологических индикаторов при- ведены в общей фармакопейной статье 2.3.1.7. Биологические индикаторы стерилизации. После окончания цикла стерилизации долж- ны быть приняты меры, предотвращающие кон- таминацию микроорганизмами простерилизо- ванных продуктов. СТЕРИЛИЗАЦИЯ НАСЫЩЕННЫМ ПАРОМ (АВТОКЛАВИРОВАНИЕ) Принцип Стерилизация насыщенным водяным паром достигается путем теплообмена при конденса- ции воды из фазы насыщенного пара на поверх- ности стерилизуемых объектов. Если объекты (открытые или завернутые в материал, пропу- скающий воздух и пар) стерилизуются в пря- мом контакте с паром, увлажняющий эффект конденсата усиливает стерилизующий эффект. Для прямого воздействия пара важно, чтобы объ- екты были полностью пропитаны насыщенным паром, то есть не содержащим воздух и другие неконденсирующиеся газы. В случае стерилиза- ции в закрытой упаковке камера стерилизатора служит в качестве паровой рубашки. Конденса- ция на поверхности упаковки служит высокоэф- фективным механизмом для передачи энергии, но не оказывает дополнительного стерилизую- щего воздействия. При стерилизации в закрытой упаковке стерилизующий эффект определяется условиями, достигнутыми в закрытой упаков- ке, где стерильными должны быть как продукт, так и свободное пространство в упаковке.
Оборудование Стерилизация паром выполняется в автокла- вах, то есть в сосудах под давлением, предна- значенных для непрерывной подачи или генери- рования пара и удаления конденсата из камеры для поддержания давления и температуры в пре- делах контролируемых уровней. 100 Для оборудования, используемого в циклах стерилизации с прямым воздействием пара, долж- на быть обеспечена подача насыщенного пара, свободного от неконденсируемых газов. В автокла- вах, предназначенных для стерилизации объектов в закрытых емкостях, для достижения теплопере- дачи могут использоваться паровоздушные смеси или распыление перегретой воды. Для достижения однородных условий внутри камеры и загрузки применяют подходящие, прошедшие квалифика- цию автоклавы. Принципы работы должны соот- ветствовать объектам, подлежащим стерилизации и конфигурации загрузки. Пригодность оборудова- ниядлястерилизуемыхобъектовиегопроизводитель- ность в выбранном цикле должны быть подтверж- дены при проведении квалификации эксплуатации автоклава. Регистрируют температурные профили в наиболее медленно нагревающихся точках. Для обеспечения эффективного управле- ния процессом стерилизации автоклавы долж- ны быть оснащены датчиками температуры и давления надлежащей чувствительности, рас- положенными в соответствующих положениях. Для подтверждения соблюдения условий сте- рилизации профили температуры и давления в камере записывают для каждого цикла, при этом должен быть по крайней мере один неза- висимый температурный датчик, контролирую- щий температуру загрузки в наиболее медленно нагревающейся точке или в закрытой упаковке, нахо- дящейся в наиболее медленно нагревающейся точке. Охлаждающая вода, подаваемая в каме- ру в конце процесса стерилизации закрытых емкостей, должна быть надлежащего качества во избежание отрицательного влияния на стерильность объектов стерилизации. Цикл стерилизации Циклы стерилизации выбирают таким образом, чтобы они были совместимы с стери- лизуемыми объектами и конфигурацией загруз- ки. В тех случаях, когда воздух вытесняется из камеры под действием силы тяжести, объек- ты, подлежащие автоклавированию, не должны препятствовать удалению воздуха и должны размещаться внутри автоклава таким образом, чтобы предотвратить образование недоступных воздушных карманов. В случае удаления воздуха с помощью циклов вакуумирования, сопрово- ждаемых импульсами пара, необходимо убе- диться в том, что данный процесс не воздейству- ет на стерилизуемые объекты. Стерилизация насыщенным паром может быть не приемлема для чувствительных к давлению продуктов в за- крытых упаковках. Чтобы сбалансировать дав- ление внутри камеры и в закрытой упаковке, в камеру могут подаваться паровоздушные сме- си. Проникновение пара обеспечивается путем выбора подходящих циклов для удаления возду- ха из пористых или полых тел. При разработке цикла стерилизации проникновение пара вери- фицируют, например, с использованием физиче- ских или химических показателей, а биологиче- скую эффективность цикла – с использованием биологических индикаторов (2.3.1.7). Должны быть определены соответствующие схемы загрузки. Эффективность цикла Стандартными условиями для данного ме- тода стерилизации являются продолжитель- ность 15 мин, температура насыщенного пара (120 – 122) °C, определенная в самом холодном месте камеры, и давление 120 кПа. В зависимости от продукта или объема загрузки на основании разработки и валидации могут применяться иные комбинации времени и температуры. Ми- нимальная температура, приемлемая для паро- вой стерилизации, составляет 110 °С.
Мини- мальное значение F0, рассчитанное в наиболее медленно нагревающейся точке загрузки, со- ставляет не менее 8 мин. Расчет эффективности стерилизации согласно F0-концепции проводят в соответствии с общей фармакопейной ста- тьей 2.3.1.6. Применение F-концепций при тер- мической стерилизации. Расчет эффективности для физического параметра (Fphys) коррелирует с биологической эффективностью (Fbio). Величи- на Fbio выражает летальность микроорганизмов в минутах при условии использования процес- са с разрушением биологического индикатора. Значение Fbio рассчитывают по формуле: Fbio = D121 · (lgN0 – lgN) где: D121 — значение величины D для биологи- ческого индикатора при темпера- туре 121 °С, продолжительность, обеспечивающая снижение числа жизнеспособных микроорганиз- мов до 10 % от их исходного числа (до экспозиции), в минутах; N0 — количество живых микроорганиз- мов в биологическом индикаторе до экспозиции; 101 N — количество живых микроорганиз- мов в биологическом индикаторе после экспозиции. При валидации цикла стерилизации опре- деляют позиции загрузки, наиболее трудные для стерилизации, и проверяют биологическую эффективность путем размещения биологиче- ских индикаторов в этих позициях. Оценивают защищенность спор от стерилизующего эффек- та и принимают соответствующие меры. Зна- чение Fbio, определенное для наиболее трудной для стерилизации позиции, используют при определении параметров выбранного цикла, необходимых для надежного достижения уровня обеспечения стерильности с содержанием жиз- неспособных микроорганизмов в количестве не более 10-6. Рутинный контроль Цикл автоклавирования контролируют физическим определением профилей давле- ния в камере и температуры по крайней мере в самом холодном месте камеры. Для каждого цикла стерилизации регистрируют давление, время и температуру и по возможности рассчи- тывают значение F0. СУХОЖАРОВАЯ СТЕРИЛИЗАЦИЯ Принцип Стерилизация сухим жаром – метод терми- ческой стерилизации, основанный на передаче тепла стерилизуемым объектам. Тепло может передаваться посредством конвекции, излуче- ния или прямой передачи. Оборудование Сухожаровую стерилизацию проводят в шка- фу с принудительной циркуляцией воздуха или с использованием другого оборудования, предна- значенного для данной цели, например, туннеля. Цикл стерилизации Стерилизатор загружают таким образом, чтобы заданная или требуемая температура достигалась для всей загрузки. Информацию о температуре внутри стерилизатора во время цикла стерилизации получают с помощью чув- ствительных к температуре элементов, которые подходящим образом размещены внутри или на соответствующих объектах, расположенных в предварительно определенной самой холодной части загруженного стерилизатора. На протяже- нии каждого цикла подходящим образом реги- стрируют время и температуру. Эффективность цикла Стандартными условиями для данного ме- тода стерилизации являются продолжитель- ность 2 ч, минимальная температура 160 °С. Другие комбинации времени и температуры могут использоваться, если подтверждено, что выбранный процесс обеспечивает адекватный и воспроизводимый уровень летальности ми- кроорганизмов при работе с установленными допусками. Используемые процедуры и условия производства должны быть такими, чтобы уро- вень обеспечения стерильности был не более 10-6 содержания жизнеспособных микроорга- низмов. Процессы сухожаровой стерилизации валидируют с использованием комбинаций тем- пературного картирования и испытаний с биоло- гическими индикаторами (2.3.1.7).
Сухой жар при температуре выше 220 °C в течение валидированного времени часто исполь- зуют для депирогенизации стеклянной посуды. В этом случае при валидации в качестве критерия оценки эффективности может быть использован показатель снижения термостойкого эндотоксина на 3 единицы по шкале десятичного логарифма, а биологические индикаторы не требуются. Рутинный контроль Циклы стерилизации сухим жаром контро- лируют путем определения температурных про- филей по крайней мере в самом холодном месте камеры. Для каждого цикла регистрируют время и температуру. РАДИАЦИОННАЯ СТЕРИЛИЗАЦИЯ Принцип Радиационный метод стерилизации осу- ществляют путем воздействия на объект иони- зирующего излучения в виде гамма-излучения от подходящего изотопного источника (напри- мер, кобальта-60), пучка электронов, генерируе- мого подходящим ускорителем электронов, или рентгеновских лучей, возникающих в результа- те бомбардировки подходящих целей генериру- емыми электронами. Ионизирующее излучение может быть использовано для финишной сте- рилизации лекарственных препаратов, микро- биологической инактивации тканей и клеток или стерилизации материалов или упаковки, ис- пользуемых в асептических процессах. Низкоэ- нергетические электроны могут использоваться для поверхностной стерилизации материалов при входе в изоляторы, используемые при про- изводстве стерильных продуктов. 102 Эффективность цикла Стандартная поглощенная доза для данно- го метода стерилизации составляет от 10 кГр до 50 кГр. Другие дозы могут быть использо- ваны, если во время валидации стерилизую- щей дозы подтверждено, что выбранная доза обеспечивает адекватный и воспроизводимый уровень летальности при рутинном процес- се в установленных допустимых пределах. Используемые процедуры и условия произ- водства должны быть такими, чтобы уровень обеспечения стерильности был не более 10-6 содержания жизнеспособных микроорганизмов. Для разработки и валидации процесса стерили- зации тканевых и клеточных продуктов могут быть применены биологические индикаторы. Они также могут потребоваться для продуктов, потенциально предотвращающих инактивацию спор микроорганизмов. Рутинный контроль Во время процесса стерилизации достав- ленную стерилизующую дозу контролируют с помощью дозиметрической системы, просле- живаемой до национального эталона. СТЕРИЛИЗАЦИЯ ГАЗОМ (ПАРОФАЗНАЯ СТЕРИЛИЗАЦИЯ) Принцип Стерилизация газом может использовать- ся для стерилизации первичных упаковочных материалов, оборудования и некоторых лекар- ственных препаратов. Важно обеспечить проникновение газа и вла- ги в стерилизуемый материал и в последующем процессе удаления газа – снижение содержания любых остатков газа или побочных продуктов реакции взаимодействия с газом до уровня, не вызывающего токсического эффекта при при- менении лекарственного препарата. Стерилизующие агенты Существуют основные категории газообраз- ных стерилизующих агентов, отличающихся своим антимикробным действием – алкилирую- щие агенты и окислители. Алкилирующие агенты – высокореак- тивные соединения, взаимодействующие со многими функциональными группами и компонентами, такими как аминные, сульф- гидрильные и гидроксильные группы в белках и пуриновые основания в нуклеиновых кис- лотах. К ним относится оксид этилена, ока- зывающий цитотоксическое, канцерогенное и мутагенное действие. Окислители – высокореактивные токсичные соединения. К ним относятся водорода пероксид и надуксусная кислота. Разработка и валидация процессов стерилизации Стерилизация газом выполняется путем воздействия на продукт стерилизующего агента в герметичной камере при определенных усло- виях.
Типичный процесс газовой стерилизации состоит из трех фаз: (предварительное) кон- диционирование, стерилизация и аэрация. Па- раметры, необходимые для этих фаз с целью достижения требуемого уровня обеспечения стерильности, устанавливают в процессе разра- ботки. Для определения оптимальных условий стерилизации используют комбинацию физиче- ских и биологических методов. Метод стерили- зации не должен нарушать функциональность продукта и (или) упаковки. Цикл стерилизации Для контроля температуры, влажности и концентрации газа может потребоваться специальное оборудование как в процессе вали- дации, так и процессе рутинной работы. Эффективность цикла Валидация должна подтвердить эффектив- ность определенного процесса относительно инактивации микроорганизмов для комбинации продукта и загрузки в стерилизаторе. Леталь- ность микроорганизмов при стерилизации газом может быть определена с использованием соот- ветствующего подхода: после градуированных по времени экспозиций скорость инактивации тест-микроорганизмов (значение величины D) может быть установлена путем построения кри- вой выживаемости или с использованием мето- да фракционно-негативного анализа. Биологические индикаторы должны об- ладать как минимум такой же устойчивостью к стерилизующему агенту, как и микробиологи- ческие контаминанты стерилизуемого продукта. Они должны быть размещены внутри продукта в местах, где условия стерилизации наиболее труднодостижимы. Эффективность процесса зависит от ряда па- раметров, включая концентрацию газа, темпера- туру, влажность, время экспозиции, конфигура- цию загрузки и характеристики продукта и его 103 упаковочных материалов. Влияние на эффек- тивность процесса любого изменения одного или нескольких из данных параметров должно быть исследовано. Рутинный контроль Регистрируют соответствующие параметры процесса, включая результаты испытания с ис- пользованием биологического индикатора. ХИМИЧЕСКАЯ СТЕРИЛИЗАЦИЯ РАСТВОРАМИ Принцип Химическая стерилизация растворами при- меняется для стерилизации изделий, в конструк- ции которых использованы термолабильные материалы (например, полимерные или корро- зийно-стойкие материалы) и для которых в связи с их особенностями невозможно использовать другие способы стерилизации. Предметы, под- лежащие стерилизации, погружаются в раствор стерилизующего агента (химического веще- ства), после чего он должен быть удален спосо- бом, предохраняющим стерилизуемый предмет от повторной контаминации микроорганизма- ми. Повторная контаминация выходит за рамки обычного рассмотрения процесса стерилизации, но при химической стерилизации растворами принято включать этап удаления стерилизую- щего агента (независимо от того, достигается ли это физическими или химическими средствами) в общий процесс стерилизации вместе с любы- ми необходимыми дополнительными этапами для предотвращения повторной контаминации микроорганизмами. Конструкция изделия долж- на обеспечивать достаточный доступ стерилизу- ющего раствора и промывной жидкости ко всем стерилизуемым поверхностям изделия. Стерилизующие агенты Химическую стерилизацию проводят с ис- пользованием растворов кислот, оснований, аль- дегидов и сильных окислителей, которые при со- ответствующих условиях способны уничтожать бактерии и грибы, включая как вегетативные клетки, так и споры (например, растворы водо- рода пероксида и надкислоты). Эффективность стерилизации изделий зависит от концентрации стерилизующего агента, времени стерилизации и температуры стерилизующего раствора.
Поскольку общепризнанных биологических индикаторов для химической стерилизации рас- творами не существует, использование обычных мезофильных спорообразующих микроорганиз- мов, таких как Bacillus atrophaeus или Bacillus subtilis, является обычной практикой, так как они, вероятно, представляют собой изоляты бионагрузки для наихудшего случая. Использу- емые растворы различаются по стабильности в процессе стерилизации, эффективному диапа- зону pH, концентрации, температуре, требуе- мому времени контакта и возможному взаимо- действию с материалами. При выборе наиболее подходящего стерилизующего агента произво- дители должны учитывать его влияние на ма- териалы, компоненты упаковки, оборудование, как и во всех других процессах стерилизации. Производителям следует учитывать, что данные агенты являются высокотоксичными, и соответ- ствующие меры безопасности должны соблю- даться на всех этапах разработки цикла стери- лизации, валидации и рутинного использования. Цикл стерилизации Процесс стерилизации проводят в закрытых емкостях из стекла, полимерного материала или емкостях, покрытых неповрежденной эмалью, при полном погружении изделия в раствор на время стерилизации. После этого изделие промы- вают стерильной водой в асептических условиях. СТЕРИЛИЗУЮЩАЯ ФИЛЬТРАЦИЯ Принцип Стерилизующая фильтрация используется для уменьшения содержания жизнеспособных и нежизнеспособных микроорганизмов и других частиц в газах и жидких продуктах, которые не могут быть подвергнуты стерилизации нагрева- нием или облучением. Как правило, такие продук- ты содержат субстанции для фармацевтического применения, которые не могут быть подвержены термической стерилизации в виду особенностей их строения и физико-химических свойств. В отличие от других методов стерилизации принцип стерилизующей фильтрации заключа- ется не в инактивации, а удержании микроорга- низмов фильтрами. Оборудование Стерилизующую фильтрацию осущест- вляют, используя мембранные фильтры в виде плоского фильтрующего материала (дисков) в соответствующих держателях или в виде кар- триджей. Оценка размера пор основана на кор- реляции между удерживающей способностью фильтра и результатами проверки целостности 104 фильтра. Эффективность процесса фильтрации зависит от многих факторов, например, фор- мы, размера пор, структуры, свойств поверхно- сти, структуры и расположения фильтрующего элемента, взаимодействия матрицы фильтра с продуктом, приложенного давления, потока и продолжительности процесса. Характери- стики фильтра должны быть определены при валидации для каждого конкретного продукта. Подходящие процедуры проверки целостности фильтра (например, измерение диффузионного потока, определение «точки пузырька» или ис- пытание на проникновение воды под давлением) используются в соответствии с рекомендациями производителей фильтров. В испытаниях при разработке должны быть подтверждены хими- ческая и физическая совместимость мембран с продуктом, подлежащим фильтрованию, и условия процесса фильтрации. Размер филь- тра должен соответствовать объему фильтруе- мого продукта и биологической нагрузке. Для стерилизации технологических газов устанавливают подходящую частоту проверок физической целостности фильтра. Эффективность фильтрации При валидации процесса стерилизации не- обходимо подтвердить, что процесс фильтрации (обычно в уменьшенной модели) способен пол- ностью удерживать микробную нагрузку подхо- дящего тест-микроорганизма, составляющую как минимум 1·107 КОЕ/см2 эффективной поверх- ности фильтра. Данное испытание должно мак- симально точно имитировать реальный процесс фильтрации.
По возможности испытание про- водят, используя продукт и указанные условия фильтрации. Если это невозможно, например, вследствие антимикробных свойств продукта, в испытании должна использоваться среда, мак- симально имитирующая продукт. Уровень филь- трации определяют как величину логарифма сни- жения контаминации микроорганизмами. Для процессов, использующих систему фильтрации с номинальным размером пор не более 0,22 мкм, рекомендуется суспензия Brevundimonas diminuta (ATCC 19146, NCIMB 11091 или CIP 103020). Суспензия Brevundimonas diminuta должна быть приготовлена так, чтобы содержать преимущественно одиночные клетки наименее возможного размера. Другие микро- организмы, например изоляты из бионагрузки, выделенные из рассматриваемого продукта или процесса, могут использоваться, если они пред- ставляют более серьезную угрозу для системы стерилизующей фильтрации, чем Brevundimonas diminuta. Для систем фильтрации с номиналь- ным размером пор 0,1 мкм или менее можно использовать суспензию Acholeplasma laylawii (ATCC 23206). Рекомендуется, чтобы процесс фильтра- ции проводился по возможности ближе к точке наполнения (месту фасовки). Стерилизация мембранных фильтров Мембранные фильтры могут стерилизовать- ся в автономном режиме или в составе линии. При стерилизации в автономном режиме проверяют проникновение пара и надлежащую защиту фильтра от контаминации. Фильтр после стерилизации устанавливают в асептических условиях на производственную линию согласно валидированной процедуре. При стерилизации фильтров в составе производственной линии обеспечивают про- никновение пара через фильтрующее обору- дование и для предотвращения повреждения мембраны контролируют перепад давления на фильтре. Процесс фильтрации Стерилизация мембранной фильтрацией осу- ществляется путем пропускания продукта через микропористую мембрану с номинальным разме- ром пор не более 0,22 мкм. Для каждой серии (партии) продукта перед стерилизацией определяется уровень контамина- ции микроорганизмами и применяются параме- тры процесса, установленные и утвержденные при разработке и валидации процесса фильтрации. Если с целью повышения эффективности про- цесса фильтрации используют несколько фильтров для уменьшения бионагрузки, фильтр, ближайший к точке наполнения в первичную упаковку, харак- теризуется как стерилизующий фильтр. Для предотвращения повторной контамина- ции продукта должны обеспечиваться стериль- ность и целостность оборудования после точки фильтрации, соблюдаться квалифицированные условия окружающей среды и валидированные процедуры асептического производства. Рутинный контроль Процессы фильтрации контролируют со- гласно определенным физическим и микробио- логическим параметрам, установленным в ходе процесса валидации: контаминация микроор- ганизмами до стерилизации, результаты испы- тания на целостность фильтра перед фильтра- 105 цией, продолжительность фильтрации, объем фильтруемой жидкости, результаты испытания на дифференциальное давление и целостность фильтра после фильтрации. ПРОИЗВОДСТВО В АСЕПТИЧЕСКИХ УСЛОВИЯХ Принцип Целью асептического производства является поддержание стерильности продукта, состояще- го из компонентов, каждый из которых был под- вергнут стерилизации одним из вышеуказанных методов. Это достигается с помощью условий и процедур, предотвращающих контаминацию микроорганизмами. Асептическое производство может включать стадии асептического наполнения (асептическо- го розлива), лиофилизации в асептических ус- ловиях, асептического смешивания ингредиен- тов с последующим асептическим наполнением и укупоркой.
Разработка и валидация асептического производства Для сохранения стерильности компонентов и продукта необходимо уделять особое внимание: – состоянию производственной среды; – персоналу; – критическим поверхностям; – процедурам стерилизации упаковки и средств укупорки и передаточным процедурам; – максимальному сроку хранения продукта до наполнения в первичную упаковку. При валидации процесса осуществляют над- лежащие проверки всех процедур, указанных выше, а также периодическое моделирование процесса производства в асептических условиях с использованием питательной среды, которую затем инкубируют и проверяют на контамина- цию микроорганизмами. Кроме того, подходя- щий образец каждой серии (партии) любого про- дукта, полученного в результате асептического процесса, проверяют на стерильность (2.1.6.1). 203010006-2023 2.3.1.6. ПРИМЕНЕНИЕ F-КОНЦЕПЦИЙ ПРИ ТЕРМИЧЕСКОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ Общая фармакопейная статья приводится для информации. Термическая стерилизация может быть про- ведена двумя методами: – стерилизация насыщенным паром (влаж- ная термическая стерилизация с использова- нием насыщенного пара или воды, нагретых до температуры стерилизации); – сухожаровая стерилизация с использовани- ем горячего воздуха с низким содержанием влаги. ОПРЕДЕЛЕНИЯ Величина D (или величина десятичного умень- шения) – время в минутах, необходимое для обе- спечения снижения численности жизнеспособных тест-микроорганизмов при заданной температуре до 10 % от исходной численности тест-микроорга- низмов. Данная величина значима только для точно установленных экспериментальных условий. Величина z – изменение температуры в гра- дусах Цельсия, приводящее к изменению значе- ния величины D в 10 раз (величина z обозначает термоустойчивость микроорганизмов к измене- ниям температуры). Значение величины z рассчитывают по фор- муле: z = T2 – T1 lg D1 – lgD2 где: D1 — значение величины D при температуре Т1 в минутах; D2 — значение величины D при температуре Т2 в минутах; T — температура в градусах Цельсия. Величина F процесса термической стерили- зации (F0 для стерилизации насыщенным паром или FH для сухожаровой стерилизации) – харак- теризует летальность микроорганизмов с теоре- тическим значением величины z, приведенным в таблице 2.3.1.6.-1, и выражается в цифровых 106 величинах, эквивалентных времени в минутах, при стандартной температуре, достигнутой в стерилизационной загрузке. Общее значение величины F процесса, включающего стадию нагревания и охлажде- ния, можно рассчитать путем интегрирования (объединения) установленных норм летально- сти тест-микроорганизмов относительно вре- мени в дискретных температурных интервалах выше минимальной температуры, приведенной в таблице 2.3.1.6.-1. Значение величины F процесса рассчитыва- ют по формуле: F0 = D121 · ( lgN0 – lgN ) FH = D160 · ( lgN0 – lgN ) где: D121— значение величины D контрольных спор тест-микроорганизмов (2.3.1.7) при температуре 121 °С; D160— значение величины D контрольных спор тест-микроорганизмов (2.3.1.7) при температуре 160 °С; N0 — исходное число жизнеспособных микроорганизмов; N — конечное число жизнеспособных микроорганизмов. Для циклов стерилизации насыщенным паром и сухожаровой стерилизации, соответствующее значение величины F используют для подтвержде- ния того, что стабильно достигается требуемый уровень обеспечения стерильности не более 10-6 содержания жизнеспособных микроорганизмов. 203010007-2023 2.3.1.7. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ 1.
ВВЕДЕНИЕ В общей фармакопейной статье приведе- ны подходы к использованию биологических индикаторов, предназначенных для оценки эф- фективности процесса финишной стерилизации и процессов стерилизации упаковки и предме- тов, вступающих в непосредственный контакт со стерильной промежуточной продукцией, ак- тивной фармацевтической субстанцией, нерас- фасованной продукцией (далее – продуктом). Общая фармакопейная статья не распростра- няется на использование биологических инди- каторов для валидации процесса стерилизации иных объектов, не вступающих в непосред- ственный контакт со стерильным продуктом. Биологические индикаторы – системы, содержащие жизнеспособные тест-микроорга- низмы (обычно споры бактерий) и предназна- ченные для проверки требуемой эффективности процесса стерилизации. Биологические индикаторы применяют для разработки и валидации процессов стери- лизации. Данные индикаторы не предназначены для рутинного мониторинга, если иное не указано в данной общей фармакопейной статье. Биологические индикаторы промышлен- ного производства обычно содержат стандар- тизированную стабильную популяцию спор Таблица 2.3.1.6.-1. – Параметры для стерилизации насыщенным паром и сухожаровой стерилизации Стерилизация F Параметры стерилизации теоретическое значение величины z (°C) стандартная температура (°C) минимальная температура (°C) стерилизация насыщенным паром F0 10 121 110 сухожаровая стерилизация FH 20 160 140 107 подходящих бактерий, полученных из четко охарактеризованного и надлежащим обра- зом поддерживаемого штамма спорообразую- щих бактерий. Бактериальные споры являются устойчивыми формами жизнеспособных ми- кроорганизмов, которые можно производить и стандартизировать, а также хранить длитель- ный период времени при соблюдении соответ- ствующих условий. Эффективность стерилизации и пригодность биологических индикаторов можно подтвердить с помощью сокращенного цикла стерилиза- ции, при проведении которого небольшая часть тест-микроорганизмов в биологическом индика- торе способна выжить. При этом использование полного валидированного цикла стерилизации будет приводить к гибели жизнеспособных ми- кроорганизмов (см. раздел 4.1.2 данной общей фармакопейной статьи). 2. ТИПЫ БИОЛОГИЧЕСКИХ ИНДИКАТОРОВ ДЛЯ ПРОЦЕССОВ СТЕРИЛИЗАЦИИ В зависимости от характера процесса стери- лизации могут использоваться разные типы био- логических индикаторов: – носители, инокулированные тест-микро- организмами; – автономные биологические индикаторы; – предметы или продукты, инокулированные тест-микроорганизмами. Перед использованием биологического ин- дикатора пользователь должен удостовериться, что характеристики биологического индика- тора отвечают установленным требованиям. С этой целью пользователь должен убедиться, что производство биологического индикатора осуществляется в рамках соответствующей си- стемы качества (например, посредством аудита), или проверить характеристики биологического индикатора самостоятельно или в независимой контрактной лаборатории (см. Предметы или продукты, инокулированные тест-микроорга- низмами). Носитель, инокулированный тест-микро- организмами, представляет собой носитель (удерживающий материал, например, полоска фильтровальной бумаги, стеклянная пластин- ка, полимерная пробирка), инокулированный определенной популяцией бактериальных спор. Данный вид биологического индикатора в боль- шинстве случаев находится в защитной оболоч- ке. После стерилизации носитель асептически переносят в подходящую питательную среду и инкубируют в течение достаточного периода времени при соответствующей температуре.
Тип носителя (оболочка, если используется) может влиять на устойчивость бактериальных спор и должен быть совместим с выбранным про- цессом стерилизации (например, полоски филь- тровальной бумаги в оболочке из подходящей бумаги часто используют для стерилизации па- ром и этиленоксидом, в то время как металли- ческие диски, упакованные в нетканый материал, – для стерилизации парами водорода пероксида). Автономные биологические индикаторы представляют собой, например: – систему, состоящую из инокулированного тест-микроорганизмом носителя и контейнера (например, ампулы) с питательной средой, под- ходящей для используемого тест-микроорга- низма. Система спроектирована таким образом, что стерилизующий агент вступает в контакт с носителем, содержащим инокулированные тест-микроорганизмы (например, через фильтр), а процесс стерилизации не оказывает неблаго- приятного воздействия на ростовые свойства питательной среды. После стерилизации носи- тель приводят в контакт с питательной средой простыми манипуляциями. Данный тип биоло- гических индикаторов может использоваться для оценки процессов стерилизации влажным паром, включая подтверждение проникновения пара в систему; – контейнер (например, ампулу), содержа- щую популяцию тест-микроорганизма в подхо- дящей питательной среде. После стерилизации контейнер инкубируют без дальнейших манипу- ляций. Данный тип биологического индикатора чувствителен только ко времени воздействия и температуре и может использоваться главным образом для контроля стерилизации водных жидкостей. Для удобства и упрощения обнару- жения роста тест-микроорганизмов среда может содержать индикатор (например, pH-индикатор). Автономные биологические индикаторы могут не подходить для валидации определен- ных процессов стерилизации. Предметы или продукты, инокулированные тест-микроорганизмами представляют собой предметы (например, резиновые пробки) или продукты, на или в которые инокулированы подходящие тест-микроорганизмы (например, 108 родов Bacillus или Clostridium) в тех случаях, когда для оценки эффективности стерилиза- ции отсутствуют биологические индикаторы промышленного производства. В этом случае пользователь может приготовить биологический индикатор, который представляет собой охарак- теризованную надлежащим образом суспензию спор, инокулированную на предмет или в про- дукт, подлежащие стерилизации. Как правило, тест-микроорганизмы ино- кулируют на или в предмет (продукт) в виде стандартизированной суспензии спор промыш- ленного производства или в виде охарактери- зованной суспензии спор, приготовленной из изолятов, полученных в процессе мониторинга окружающей среды или других микробиологи- ческих испытаний с четко определенной про- цедурой, обеспечивающей удовлетворительное спорообразование. Для суспензий спор должны быть определе- ны значение величины D (время для уменьше- ния количества тест-микроорганизмов в 10 раз (на 90 %) в указанных условиях) и при необхо- димости – значение величины z. Также значения величин D и z (если необходимо) спор должны определяться для тест-предметов или продук- тов, инокулированных тест-микроорганизмами, поскольку они могут отличаться от значений для спор в суспензии (см. раздел 4.1 данной общей фармакопейной статьи). По окончании цикла стерилизации биоло- гический индикатор проверяют на наличие или отсутствие живых тест-микроорганизмов или проводят подсчет живых тест-микроорганизмов с использованием подходящего валидированно- го микробиологического метода. 3.
ТРЕБОВАНИЯ К КАЧЕСТВУ БИОЛОГИЧЕСКИХ ИНДИКАТОРОВ При поставке каждой серии биологического индикатора пользователю должна быть пред- ставлена следующая информация: – род и виды тест-микроорганизмов (вклю- чая номер коллекции типовых культур, если применимо); – уникальный номер, по которому может быть восстановлена история изготовления (например, номер серии); – количество жизнеспособных спор, выра- женное с точностью до одного десятичного зна- ка десятичного логарифма; – используемый метод восстановления; – тип носителя; – тип первичной упаковки (например, оболочка); – состав среды для восстановления, при необходимости (например, в случае автономных биологических индикаторов); – тип индикатора роста (например, индика- тор pH), при необходимости; – тип процесса стерилизации и условия, для которых был охарактеризован биологический индикатор; – устойчивость (величина D) для серии готового биологического индикатора к указан- ным процессам стерилизации в течение все- го отмеченного срока годности; значение вели- чины D должно быть указано в применимых единицах (например, время или доза) и выра- жаться с точностью до одного десятичного знака и 95 % доверительным интервалом, по возможности; – метод (метод кинетики летальности или метод фракционного негативного анализа), используемый для определения устойчивости (значения величины D); – параметры для проверки, например, усло- вия воздействия, количество повторных испыта- ний, среда и условия инкубации, используемые для восстановления после воздействия и др.; – значение величины z (если применимо) для биологического индикатора, выраженное в еди- ницах температуры с точностью до одного де- сятичного знака, включая диапазон температур, используемый для определения величины z; – условия хранения и дата истечения срока годности. 3.1. СПЕЦИФИКАЦИЯ ПОЛЬЗОВАТЕЛЯ Выбор биологического индикатора зави- сит от особенностей процесса стерилизации (влажный пар, сухой жар, газ или ионизирую- щее излучение). Выбор заключается в подборе штамма тест-микроорганизмов, типа биоло- гического индикатора, значения величины D и начального количества спор. Кроме того, ис- пытуемый штамм должен быть более устойчив к конкретному методу стерилизации, чем ми- кроорганизмы, потенциально контаминирую- щие продукт. 3.2. КОНТРОЛЬ КАЧЕСТВА Контроль качества биологических инди- каторов заключается в проверке на чистоту и подлинность и оценке количества жизне- 109 способных клеток. Биологический индикатор должен соответствовать спецификациям поль- зователя. Пользователи, применяющие биоло- гические индикаторы вне рекомендаций произ- водителя, должны тщательно подбирать их по параметрам для конкретного процесса стерили- зации. Чистота Исследование тест-микроорганизмов на под- ходящей питательной среде, инкубированной в соответствующих условиях, не должно выяв- лять никаких признаков контаминации посто- ронними микроорганизмами. Идентификация При необходимости проверяют морфологию колоний и однородность популяции. Количество жизнеспособных микроорганизмов Подсчет жизнеспособных микроорганизмов производят в соответствии с инструкциями про- изводителя или любым другим валидированным методом. 3.3. ПРИГОДНОСТЬ Пользователь должен убедиться, что биоло- гический индикатор инактивирован до ожидае- мой степени выживаемости микроорганизмов в конкретном диапазоне условий стерилизации. 4. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ ДЛЯ ОЦЕНКИ ПРОЦЕССОВ ТЕРМИЧЕСКОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ 4.1. ПАРАМЕТРЫ БИОЛОГИЧЕСКИХ ИНДИКАТОРОВ ДЛЯ ТЕРМИЧЕСКОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ 4.1.1.
Величина z Процессы стерилизации можно проводить при температурах ниже стандартной 121 °C (при более длительном времени воздействия) или более высоких температурах (при бо- лее коротком времени воздействия). Величи- на z (разность температур, которая приводит к 10-кратному изменению значения величи- ны D биологического индикатора) использу- ется при сравнении эффективности двух ци- клов, работающих при разных температурах. Для определения величины z значение вели- чины D должно быть определено при трех или более значениях температуры. Предполагаемая температура процесса должна быть в пределах диапазона трех значений температур. Строят кривую зависимости десятичного логарифма значения величины D от температуры, выра- женной в градусах Цельсия. Величина z рав- на отрицательной обратной величине наклона кривой, построенной с помощью регрессион- ного анализа. 4.1.2. Установление параметров цикла стерилизации при валидации Характеристики процесса стерилизации (например, комбинация времени и температуры, требуемый уровень обеспечения стерильности или требуемая величина F0) являются основой для выбора биологического индикатора (тип биологического индикатора, тест-микроорга- низм и начальное количество жизнеспособных тест-микроорганизмов). Инактивация тест-микроорганизмов в ус- ловиях стерилизации может быть описана кинетикой летальности с учетом статисти- ческих вероятностей. Для ряда единиц био- логических индикаторов с исходной популя- цией тест-микроорганизмов на единицу N0 и заданным значением величины D рассчи- тывают время выживания и время гибели. Время выживания (ts) – время воздействия в минутах, по истечении которого во всех единицах биологического индикатора ожи- даемо присутствие выживших тест-микро- организмов (в среднем 100 выживших спор на единицу биологического индикатора), ко- торое рассчитывают по формуле (1): ts = D · ( lgN0 – 2) (1) Время гибели (tk) – время воздействия в ми- нутах, в течение которого все единицы биоло- гического индикатора ожидаемо должны быть инактивированы (в среднем 10-4 выживших спор на единицу биологического индикатора), кото- рое рассчитывают по формуле (2): tk = D · ( lgN0 + 4) (2) Целью валидации является подтвержде- ние эффективности стерилизации, ожидаемой на основании физических параметров процесс а, эквивалентной биологической эффективности стерилизации. C этой целью время экспозиции при валидации (tvl) не должно превышать значе- ние tk. Если выбрано слишком высокое значение tvl, даже относительно большое увеличение зна- чения величины D приводит к появлению еди- 110 ниц биологического индикатора без выживших тест-микроорганизмов. В данном случае неоп- тимальные условия стерилизации не будут об- наружены. Считается целесообразным выбрать значение tvl не выше требуемого, чтобы ожидать 1 из 1000 единиц биологических индикаторов с выжившими тест-микроорганизмами. Однако не должно быть выбрано слишком малое значе- ние tvl. Если выбрать tvl таким образом, что 50 % единиц биологического индикатора будут содер- жать выжившие тест-микроорганизмы, измене- ния в условиях стерилизации (например, время, температура) все еще могут привести к тому, что 100 % единиц биологического индикатора будут содержать выжившие тест-микроорганизмы, и испытание будет недействительным.
По этим причинам значение tvl выбирают таким образом, чтобы ожидаемая теоретическая выживаемость тест-микроорганизмов находилась между 10-1 и 10-3, и рассчитывают по формуле (3): D · ( lgN0 + 1) ≤ tvl ≤ D · ( lgN0 + 3) (3) В целом, биологические индикаторы под- вергаются предполагаемому процессу сте- рилизации, но для процессов стерилизации с избыточно высокой эффективностью рас- четная эффективность цикла может быть та- кой, что значение tk окажется превышено с большим запасом. В таких случаях валида- ция проводится с сокращенными циклами сте- рилизации. Сокращенные циклы могут быть короче во времени (например, полупериод) или проводиться при более низкой темпера- туре. В последнем случае значения величины z для тест-микроорганизма при фактических условиях стерилизации должны быть извест- ны. Сокращенный цикл выбирают так, чтобы температура была не более чем на одно зна- чение величины z ниже контрольной темпера- туры процесса стерилизации. Биологические индикаторы соответствующей устойчивости для этого цикла показывают ожидаемую вы- живаемость тест-микроорганизмов в диапазо- не между нижним значением tvl и значением tk (см. формулу (3)). Решение не проводить дан- ное испытание должно быть обоснованным. В зависимости от значения величины D тест-микроорганизма и выбранного значения tvl в биологических индикаторах содержание выживших тест-микроорганизмов можно ожи- дать с низкой частотой (не более 1 из 10). Если подтверждается, что частота биологических индикаторов, содержащих выжившие тест-ми- кроорганизмы, находится в пределах ожидаемого диапазона и не связана с неподходящими услови- ями стерилизации, процесс может быть одобрен. При валидации полного цикла стерилиза- ции все биологические индикаторы должны быть инактивированы, что доказывает снижение количества тест-микроорганизмов не менее чем в 106 раз. В этом случае, исходя из устойчиво- сти используемых спор, можно сделать вывод, что процесс обеспечил достаточную летальность для достижения требуемого уровня стерильности. 4.2. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ ДЛЯ ОЦЕНКИ ПРОЦЕССА ПАРОВОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ (АВТОКЛАВИРОВАНИЯ) Для оценки процесса паровой стерилиза- ции наиболее широко используемыми биологи- ческими индикаторными тест-микроорганиз- мами являются Geobacillus stearothermophilus. Указанные значения величины D121°C для спор в зависимости от условий споруляции, мате- риала носителя, на который инокулированы споры, первичной упаковки, окружающей но- ситель с инокулированными спорами, и окру- жающей среды во время стерилизации нахо- дятся, как правило, в диапазоне от 1,5 мин до 4,5 мин. Подходящими штаммами микроорганизмов являются ATCC 7953, NCTC 10007, CIP 52.81, NCIMB 8157 и ATCC 12980 (эквивалент NRRL B-4419). Могут быть использованы другие штаммы, если подтверждена эквивалентность их характеристик. Доказано, что популяция Geobacillus stearothermophilus в количестве 105 или 106 может не подходить для процессов сте- рилизации при значении F0 между 8 и 15, поэ- тому может быть использовано меньшее число спор (103 или 104) или другие тест-микроорга- низмы. Если используют тест-микроорганиз- мы, отличные от Geobacillus stearothermophilus (например, Bacillus subtilis ATCC 35021), для гарантии пригодности для процесса оценивают их устойчивость. 4.3. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ ДЛЯ ОЦЕНКИ ПРОЦЕССА СУХОЖАРОВОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ Для оценки процессов стерилизации сухим жаром, проводимых при температурах от 160 °C 111 до 180 °C подходят споры Bacillus atrophaeus (например, ATCC 9372, NCIMB 8058, NRRL B-4418 или CIP 77.18).
Если используют тест-ми- кроорганизмы, отличные от Bacillus atrophaeus, для подтверждения пригодности оценивают их устойчивость к процессу стерилизации, как описано в разделе 4.1.2 данной общей фармако- пейной статьи. Как правило, биологические индикаторы, пригодные для стерилизации сухим жаром, имеют значение величины D160 в диапазоне от 1 мин до 5 мин. При воздействии стан- дартного цикла продолжительностью 2 ч при температуре 160 °C биологический индикатор со значением величины D160, равным 2,5 мин, бу- дет инактивирован на 48 по шкале десятичного логарифма. Для процессов стерилизации сухим жаром при расчетах эквивалентности эффектив- ности цикла (FH-расчеты) обычно значение ве- личины z принимается около 20 °C. FH представ- ляет собой эквивалентное время в минутах при температуре 160 °C, достигаемой в продукте при его стерилизации в первичной упаковке. Для биологического индикатора со значением вели- чины D160, равным 5 мин, значение величины D150 составит около 16 мин, инактивация в кон- трольном цикле – 7,5 единиц по шкале десятич- ного логарифма. Использование процесса стери- лизации при температуре, сниженной на 10 °C по сравнению с заданной температурой, мо- жет выдать ожидаемую 1 из 30 единиц биоло- гических индикаторов, имеющих выжившие тест-микроорганизмы. 5. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ ДЛЯ ОЦЕНКИ ПРОЦЕССА СТЕРИЛИЗАЦИИ ГАЗОМ (ПАРОФАЗНОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ) Использование биологических индикаторов необходимо для разработки, валидации и мони- торинга всех процессов газовой стерилизации. Газовая стерилизация является многофактор- ным процессом, где концентрация газа, влаж- ность, температура, время и характеристики по- верхности взаимодействуют сложным образом. В настоящее время в процессе газовой стерили- зации используют этиленоксид, водорода перок- сид и надуксусную кислоту или их комбинации. Обеззараживание поверхности газом ши- роко используют для медицинских приборов, изоляторов, камер и др. Использование биоло- гических индикаторов для данных целей не рас- сматривается в рамках Фармакопеи Союза, при этом приведенная информация общей фармако- пейной статьи может пригодиться при валида- ции процессов дезинфекции. Для стерилизации этиленоксидом рекомен- дуется использование спор Bacillus atrophaeus (например, ATCC 9372, NCIMB 8058, NRRL B-4418 или CIP 77.18). Могут быть исполь- зованы другие штаммы, если подтверждена эквивалентность их характеристик. Количество жизнеспособных спор должно быть не менее 106 на носитель. Тест-микроорганизмы должны иметь величину D, соответствующую процес- су валидации. Данные биологические индика- торы обычно используют в рутинной практике в каждом цикле стерилизации, что позволяет контролировать эффективность процесса. Для процессов с испарением водорода перок- сида подходит Geobacillus stearothermophilus. Пользователь несет ответственность за уста- новленные условия цикла стерилизации и при- годности любого используемого биологического индикатора. 6. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ ДЛЯ ОЦЕНКИ ПРОЦЕССА РАДИАЦИОННОЙ СТЕРИЛИЗАЦИИ Для проверки стерилизующей дозы при радиационной стерилизации нет необходимо- сти использования биологических индикаторов, если не указано иное. Однако использование биологических индикаторов может потребовать- ся для разработки и валидации процесса стери- лизации ионизирующим излучением некоторых продуктов, например, содержащих клетки или ткани, или продуктов, потенциально способных обеспечить защиту для спор. Рекомендуются к использованию споры Bacillus pumilus (напри- мер, ATCC 27142, NCTC 10327, NCIMB 10692 или CIP 77.25).
Допускается использование дру- гих штаммов, если подтверждена эквивалент- ность их характеристик. 7. ВЫБОР БИОЛОГИЧЕСКИХ ИНДИКАТОРОВ ДЛЯ ПРОЦЕССА СТЕРИЛИЗАЦИИ Кроме физических параметров стерилиза- ции, описанных в общей фармакопейной ста- тье 2.3.1.5. Методы обеспечения стерильности 112 продуктов, эффективность процесса стерили- зации зависит от большого числа переменных, например, от количества и устойчивости конта- минирующих микроорганизмов, проникновения стерилизующего агента, времени, температуры, концентрации, pH, содержания влаги и химиче- ского состава стерилизуемого продукта. Для валидации процесса стерилизации выби- рают физические условия, при которых ожидают достижения уровня обеспечения стерильности не более 10-6 содержания жизнеспособных микро- организмов (2.3.1.5). В процессе проверки физи- ческих условий подтверждают их однородность для всех частей и положений загрузки. Целью валидации является подтверждение корреляции между прогнозируемым влиянием физических условий, применяемых в ходе процесса, и наблю- даемым биологическим воздействием (эффектом) на биологические индикаторы. Использование параметров процесса, подтвердивших требуемый биологический эффект, обеспечит стерильность полученного продукта при рутинном процессе. Выбор используемого биологического инди- катора зависит от: – природы стерилизующего агента (напри- мер, тепла, газа или излучения); – ожидаемой эффективности обработки (например, от значения величины Fphys, рассчи- танной по параметрам процесса); – условий процесса (например, температу- ры, времени, относительной влажности, концен- трации газа, дозы облучения); – характеристик продукта или предметов, подлежащих стерилизации (например, продукт в первичной упаковке, упаковочный материал, другие объекты: посуда, трубки или насосы). При разработке процесса стерилизации оце- нивают продукт и его загрузку для определения наиболее труднодоступных для стерилизующего агента мест (например, холодные участки загруз- ки, система упаковка – укупорка, труднопроходи- мые участки). При выборе оптимальной схемы биологической проверки для процесса стерилиза- ции, условия стерилизации, положения в загрузке и продукт должны быть подобраны по возможно- сти ближе к наихудшему случаю. 203010008-2023 2.3.1.8. ЗАМЕНА МЕТОДОВ IN VIVO НА МЕТОДЫ IN VITRO ДЛЯ КОНТРОЛЯ КАЧЕСТВА ВАКЦИН В общей фармакопейной статье приведены рекомендации по внедрению методов in vitro вместо существующих методов in vivo в случа- ях, когда непосредственное сравнение испыта- ний не применимо по причинам, не имеющим отношения к пригодности одного или более ме- тодов in vitro, но не приведены детали валида- ции методик испытаний. Общая фармакопейная статья в первую очередь, применима к вакцинам, но представленные принципы замены подходят и для других биологических препаратов, таких как иммунные сыворотки. ВВЕДЕНИЕ Методы испытаний, используемые для рутин- ного контроля качества вакцин, предназначены для мониторинга постоянства процесса производ- ства и обеспечения сопоставимости характери- стик качества между промышленными сериями и сериями, которые были признаны безопасными и эффективными в клинических исследованиях. Испытания безопасности и активности вак- цин in vivo исторически играли центральную роль в обеспечении качества вакцин, но прису- щая результатам испытаний in vivo вариабель- ность может делать их менее подходящими для мониторинга стабильности процесса производ- ства и для оценки потенциального влияния из- менений в производстве на качество, чем над- лежащим образом разработанные испытания in vitro.
Методы для испытаний in vitro (вклю- чая иммунологические, молекулярные, биохи- мические) вместо испытаний in vivo разраба- тывают в случае, когда проведение испытаний in vivo должно быть ограничено по этическим соображениям или не обеспечивает получение значимых результатов. Использование соот- ветствующих методов in vitro не только сокра- щает использование животных, сохраняя или даже улучшая научную значимость испытаний, но также существенно снижает вариабельность испытаний, время и необходимые ресурсы, а также повышает прогнозируемость выпуска безопасных и эффективных вакцин. 113 ОБЩИЕ СВЕДЕНИЯ Одной из проблем замены методов in vivo, связанной с их вариабельностью, на более ста- бильные методы in vitro является требование обеспечения сопоставимости испытаний. В некоторых случаях это может вызвать трудно- сти, так как результаты повторных испытаний в рамках многоцентровых международных ис- следований могут быть несопоставимы из- за изменчивости, присущей методам in vivo. Многие из давно применяемых методов ис- пытаний безопасности и активности вакцин in vivo, как правило, доказали свою пригодность и необходимость в обеспечении безопасности и эффективности вакцин. Так как требования к валидации методов появились позднее мно- гих методов испытаний, формальное сравне- ние испытаний один-к-одному затруднительно, а, в некоторых случаях, даже невозможно. По- скольку прецизионность, воспроизводимость, пределы обнаружения и количественного опре- деления не устанавливались для метода in vivo, становится трудно оценить сопоставимость од- ного метода с другим. Так как в соответствии с разделом 1. Общие сведения Фармакопеи Союза фармакопейные методики считаются валидированными, в настоящее время ввиду не- обходимости использования большого количе- ства лабораторных животных, не только непрак- тично и чрезмерно дорого, а также неэтично проводить их ретроспективную валидацию. При рассмотрении перехода от системы кон- троля качества на основе in vivo к системе кон- троля качества на основе in vitro важно понимать возможности испытания in vivo. Надлежащим образом проведенные испытания активности in vivo на лабораторных животных дают воз- можность измерить сложные функциональные реакции, но не обязательно предсказывают фак- тические ответы в целевой группе. Кроме того, испытания in vitro могут имитировать опреде- ленные элементы функциональных реакций in vivo с более низкой вариабельностью и более высокой чувствительностью. Другая проблема состоит в том, что, когда испытание in vivo для данного лекарственного препарата должно быть заменено испытанием in vitro, параметры качества лекарственного пре- парата, вероятно, будут оцениваться по-другому. Например: определение содержания антигена или функциональный ответ (нейтрализация ви- руса или токсина) в биологическом испытании in vitro вместо оценки эффективности in vivo; определение нуклеотидной или аминокислот- ной последовательности вместо нейровиру- лентности in vivo или ослабленного фенотипа; определение отсутствия геномов посторонних агентов методами молекулярной биологии вме- сто определения отсутствия микроорганизмов в тестах in vivo; определение связывания токсина и ферментативной активности вместо опреде- ления специфической токсичности in vivo. Как правило, доказательство соответствия между двумя методами испытаний не является науч- но обоснованным и не всегда прогнозируемо. Даже, если результаты двух испытаний по кри- терию «годен – не годен» совпадают, корреля- ция между двумя количественными методами в диапазоне испытания все еще может быть низ- кой.
Методы или стратегия испытания in vitro должны гарантировать, что ключевые параме- тры качества, необходимые для уверенности в постоянстве безопасности и эффективности лекарственного препарата, должным образом контролируются. Несмотря на то, что общая фармакопейная статья приводит подходы по замене существу- ющих методов испытаний зарегистрированных лекарственных препаратов, важно при разра- ботке лекарственного препарата учитывать воз- можность использования для контроля качества методов in vitro, и что использование испытаний in vivo не является обязательным. АЛЬТЕРНАТИВНЫЕ ПОДХОДЫ ДЛЯ ЗАМЕНЫ МЕТОДОВ IN VIVO Основное внимание при внедрении любых предложенных методов in vitro в рамках системы контроля качества должно быть уделено науч- ной значимости испытаний in vitro для контроля соответствующих характеристик качества. Кро- ме того, любые методы in vitro должны соответ- ствовать современным требованиям валидации. Испытания in vivo для вакцин обычно заменя- ют испытаниями in vitro после многоцентровых совместных исследований, но для отдельных лекарственных препаратов это не является обя- зательным условием. Также не является обяза- тельным требованием иметь одни и те же ис- пытания, широко применимые к определенной группе лекарственных препаратов. В некоторых случаях, для оценки ключевых качественных 114 и количественных характеристик, измеряемых су- ществующим методом, может потребоваться заме- нить его более чем одним испытанием in vitro. ИСПЫТАНИЕ АКТИВНОСТИ В случае, когда невозможно установить соответствие между результатами методов in vitro и in vivo из-за низкой разрешающей спо- собности и (или) высокой вариабельности испы- тания in vivo, можно использовать следующий подход. Предполагают, что испытуемый лекар- ственный препарат имеет надлежащим образом установленный профиль безопасности и эффек- тивности при промышленном производстве. Испытания in vitro должны позволять обна- руживать различия, при соответствующем науч- но обоснованном контроле производственного процесса. Это должно быть подтверждено дан- ными о способности предлагаемых испытаний контролировать ключевые характеристики каче- ства вакцины и отражать соответствие между ка- чеством серий, подлежащих выпуску, и сериями, признанными безопасными и эффективными в ходе клинических исследований или рутинных испытаний. Разработка соответствующих спец- ификаций с использованием методов in vitro позволит обеспечивать постоянство процесса производства. При разработке испытаний для кон- троля качества вакцины необходимо учитывать, что они должны отражать как содержание антигена, так и его функциональность. Если используется один метод, он должен предпочтительно изме- рять содержание и целостность антигена путем таргетного связывания эпитопов, относящихся к защите, обеспечиваемой вакциной. Например, моноклональное антитело или моноклональные антитела против эпитопа или эпитопов как ос- новные мишени для создания нейтрализующих антител. Эпитоп или эпитопы предпочтительно должны быть конформационными, чтобы можно было провести испытание, указывающее на ста- бильность (например, вакцина для профилактики бешенства). В некоторых случаях единственный метод in vitro не может адекватно отражать и со- держание, и функциональность. В таком случае используют несколько испытаний, как, например, для конъюгированных полисахаридных вакцин, где используют соответствующие измерения раз- мера молекул, целостности конъюгата, общих и свободных полисахаридов. Для проведения количественных измерений методом in vitro необходимы образцы, которые различаются по величине ответа.
В большин- стве случаев образцы, активность которых ниже минимальной утвержденной в спецификации при использовании метода in vivo, не доступ- ны для использования, потому что постоянство состава лекарственного препарата, как прави- ло, хорошо поддерживается, а активность меж- ду сериями существенно не отличается и (или) точность испытания in vivo такова, что он не может дифференцировать серии, если разница не очень велика. Первоначальную оценку испы- тания проводят с образцами различных концен- траций, после чего можно проводить испытание образцов, подвергавшихся воздействию различ- ных типов стрессовых условий, чтобы дополни- тельно установить возможность новым методом оценивать стабильность лекарственного препа- рата. Невозможность подтвердить соответствие между методами in vitro и in vivo не обязатель- но означает, что метод in vitro не пригоден. Во многих случаях метод in vitro позволяет обна- руживать изменения в лекарственном препара- те, которые не могут быть обнаружены методом in vivo. В таких случаях метод in vitro может считаться лучшим для мониторинга стабильно- сти процесса производства и может быть более подходящим для оценки влияния изменений в производстве на качество вакцины. ИСПЫТАНИЯ НА БЕЗОПАСНОСТЬ Специфическая токсичность Метод обнаружения остаточных токсичных компонентов in vitro должен быть специфичным и более чувствительным, чем существующий метод in vivo. По возможности следует исполь- зовать полнофункциональную систему in vitro (например, линию токсин-чувствительных кле- ток). Если функциональная система in vitro не- доступна, стратегия испытания in vitro может быть основана на последовательном определе- нии (измерении) более одного параметра, где это необходимо, так, чтобы они отражали способ воздействия рассматриваемых токсичных ком- понентов. Например, использование испытаний на основе иммунологических и биохимических методов для определения связывания рецептора и (или) активности фермента. В большинстве случаев, когда необходимо заменить испытание in vivo, будут доступны данные о чувствительно- сти этой модели для обнаружения рассматривае- мого токсина. Новые методы in vitro могут быть охарактеризованы с использованием метода 115 добавок и использованием архивных сведений об испытаниях in vivo для подтверждения их до- статочной чувствительности. Такие испытания в сочетании с соответствующими временными и температурными условиями также могут быть использованы для подтверждения отсутствия реверсии специфического токсина. Метод массового параллельного секвенирования молекулы взамен испытания на нейровирулентность Существующее испытание на нейровиру- лентность in vivo может быть заменено геноти- пическим методом оценки нуклеотидной или аминокислотной последовательности вирусной вакцины in vitro. Для любого метода генотипи- рования in vitro необходимы глубокие знания о молекулярных маркерах, ответственных за ослабление живой вирусной вакцины (напри- мер, пероральная вакцина для профилактики полиомиелита живая). И тогда для мониторинга соответствия серий вакцины можно использо- вать определение наличия требуемых маркеров молекулярной аттенуации и процентного содер- жания мутантов с помощью таких методов, как массовое параллельное секвенирование. Новые методы молекулярной биологии для обнаружения посторонних вирусных агентов Обнаружение посторонних вирусных аген- тов в банках клеток, посевном материале (по- севной культуре вируса), биомассе вируса в настоящее время проводят с использованием ряда методов in vivo и in vitro на разных этапах производственного процесса.
Доступны новые чувствительные методы молекулярной биоло- гии с широкими возможностями обнаружения, в том числе: методы массового параллельного секвенирования или высокопроизводительного секвенирования, полимеразная цепная реакция с вырожденными праймерами для семейств ви- русов или методы случайного праймирования (связанные или не связанные с секвенировани- ем), гибридизация с множеством олигонуклео- тидов, масс-спектрометрия. Использование этих новых методов молекулярной биологии позво- лило установить пробелы в существующей стра- тегии испытаний, так как были выявлены ранее необнаруживаемые вирусные контаминанты в готовом нерасфасованном продукте, банках клеток, из которых он был произведен, и на про- межуточных стадиях производства. Новые мето- ды молекулярной биологии (например, массовое параллельное секвенирование или высокопро- изводительное секвенирование) обнаруживают геномы вирусов, в то время как существую- щие методы in vivo основаны на наблюдениях за эффектами вирусов на экспериментальных животных. При замене методов in vivo новыми методами молекулярной биологии необходимо сравнение специфичности и чувствительности новых и существующих методов. Для этого соз- дают соответствующую группу репрезентатив- ных хорошо охарактеризованных модельных вирусов для оценки способности нового метода обнаруживать вирусы, которые обнаруживают- ся (или не обнаруживаются) методами in vivo, и для определения того, что их чувствительность не хуже чувствительности методов in vivo. Этот последний аспект является особенно сложным, так как новые методы молекулярной биологии обнаруживают характеристики вирусного конта- минанта, отличные от обнаруживаемых методом in vivo (геном для методов молекулярной биоло- гии по сравнению с инфекционным вирусом для методов in vivo), а также отсутствуют данные по валидации для методов in vivo или имеются в ограниченном объеме. Результат новых ме- тодов молекулярной биологии не является окончательным, так как обнаружение гено- ма или фрагментов генома не обязательно указывает на присутствие инфекционного вируса. 116 203190002-2023 2.3.19.2. ПРОДУКТЫ С РИСКОМ ПЕРЕДАЧИ ВОЗБУДИТЕЛЕЙ ГУБЧАТОЙ ЭНЦЕФАЛОПАТИИ ЖИВОТНЫХ ОПРЕДЕЛЕНИЕ Продукты с риском передачи возбудителей губчатой энцефалопатии животных представля- ют собой продукты, полученные из тканей или секретов животных, восприимчивых к губчатой энцефалопатии, за исключением эксперимен- тально вызванных заболеваний. Требования общей фармакопейной статьи распространяются на все субстанции для фар- мацевтического применения и лекарственные препараты: – полученные от таких животных; – содержащие активные фармацевтические субстанции или вспомогательные вещества, полученные от таких животных; – произведенные с использованием продук- тов (например, сырья, исходных материалов или реактивов, включая питательные среды), полученных от таких животных. ПРОИЗВОДСТВО Производство должно осуществляться в соответствии с требованиями общей статьи 2.3.19.3. Минимизация риска контаминации лекарственных средств инфекционными аген- тами прионных заболеваний. 203190003-2023 2.3.19.3. МИНИМИЗАЦИЯ РИСКА КОНТАМИНАЦИИ ЛЕКАРСТВЕННЫХ СРЕДСТВ ИНФЕКЦИОННЫМИ АГЕНТАМИ ПРИОННЫХ ЗАБОЛЕВАНИЙ Настоящая общая фармакопейная статья приводится для информации. Трансмиссивные губчатые энцефалопатии (transmissible spongiform encephalopathies, TSE, далее ‒ ТГЭ) представляют собой группу хро- нических нейродегенеративных заболеваний, характеризующихся накоплением аномальных изоформ клеточного гликопротеина (приона).
Прион или белковая инфекционная частица (proteinacious infectious particle, prion), или при- онный белок (prion protein, PrP) представляет собой измененную изоформу белка (за счет ано- мальной трехмерной структуры). Инфекцион- ная изоформа PrPTSE способна превращать нор- мальный белок PrPc в инфекционную изоформу, изменяя его конформацию (третичную структу- ру). Аномальная изоформа РrР (PrPTSE) отлича- ется от нормальной РrР (РrРc) устойчивостью к протеазе и денатурации высокой температу- рой. Именно PrPTSЕ является инфекционным агентом, вызывающим развитие ТГЭ. К заболеваниям ТГЭ относят: – губчатую энцефалопатию (ГЭ) крупного рогатого скота (КРС); – скрейпи овец и коз; – хроническую изнуряющую болезнь у се- мейства оленьих (олени и лоси); – трансмиссивную энцефалопатию норок, выращиваемых на фермах; – губчатую энцефалопатию кошачьих (особен- но у домашних кошек и больших животных семей- ства кошачьих, содержащихся в неволе); – губчатую энцефалопатию экзотических копытных в зоопарках. Виды животных, естественно восприим- чивые к заражению агентами ГЭ или воспри- имчивые к заражению путем введения внутрь, за исключением человека и приматов, определя- 2.3.19. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ЛЕКАРСТВЕННЫЕ СРЕДСТВА 117 ют как ТГЭ-релевантные виды животных. К ним относят КРС, овец, коз. У человека ГЭ включают различные формы болезни Крейтцфельда-Якоба, Куру, болезнь (синдром) Герстманна-Штраусслера-Шейнкера, фатальную семейную бессонницу. В настоящее время известно три варианта возникновения прионных заболеваний: прямое заражение, наследственные и спорадические (возникающие спонтанно) формы. Способ- ность к трансмиссии зависит от происхождения (вида животных), штамма приона, дозы, путей введения и, у некоторых видов, принимающей аллели PRNP гена в результате мутаций в гене PRNP, обусловливающих образование PrPTSE из PrPc (наследственные формы). Определен- ный комплекс естественных барьеров огра- ничивает межвидовое распространение ТГЭ, но при соответствующих условиях видовые барьеры могут быть преодолены. Прионная форма белка чрезвычайно ста- бильна и накапливается в пораженной ткани, вызывая ее повреждение и в конечном счете гибель. Стабильность прионной формы белка означает, что прионы устойчивы к денатура- ции под действием химических и физических агентов. Возбудитель ГЭ КРС исключитель- но резистентен ко всем мерам борьбы, обычно инактивирующим такие инфицирующие агенты, как бактерии, вирусы, включая термическую об- работку. Обычные меры инактивации неэффек- тивны в отношении ГЭ КРС. В настоящее время наиболее эффективным способом борьбы с ГЭ является исключение из использования матери- алов, полученных из ТГЭ-релевантных видов животных. Однако использование продуктов животного происхождения необходимо для про- изводства некоторых лекарственных препара- тов, что делает полное исключение риска невоз- можным. В связи с этим меры, принимаемые для управления риском передачи ГЭ КРС, сводятся к минимизации риска, а не его исключению. 1. ОБЛАСТЬ ПРИМЕНЕНИЯ Общая фармакопейная статья распростра- няется на все сырье и материалы, имеющие животное или человеческое происхождение, используемые в процессе производства лекар- ственных средств и (или) входящие в состав лекарственных средств. Рекомендации общей фармакопейной статьи также применимы к ма- териалам, непосредственно контактирующим с лекарственным средством или оборудованием, применяемым в производстве лекарственного средства, что обусловливает риск контаминации.
Требования к снижению риска передачи воз- будителей ГЭ животных устанавливаются упол- номоченным органом в соответствии с правом Союза и критериями оценки статуса страны, установленными Всемирной организацией здо- ровья животных (World Organisation for Animal Health, WOAH). 2. ОБЩИЕ ПОЛОЖЕНИЯ 2.1. ИСХОДНОЕ СЫРЬЕ И ИСХОДНЫЕ МАТЕРИАЛЫ Материалы, получаемые от ТГЭ-релевантных видов животных, используемые для получения активных фармацевтических субстанций, вспо- могательных веществ и адъювантов, исходного сырья, исходных материалов и реактивов, и при- меняемые в производстве лекарственных средств должны оцениваться на риск передачи ГЭ. В качестве источника материалов рекомен- дуется использовать молодых животных. Материалы, такие как чистящие агенты, смягчители и смазывающие вещества, с кото- рыми контактирует лекарственное средство при стандартном технологическом процессе, или на последней стадии, или в первичной упаковке, должны быть получены из производных твер- дых жиров при строгом соблюдении физико-хи- мических процессов, описанных в разделе 5 данной общей фармакопейной статьи. Сырье и материалы животного происхожде- ния, используемые в производстве лекарствен- ных средств, в том числе при получении посев- ного материала и банков клеток, должны иметь подтверждающие документы о минимизации риска передачи ГЭ или документы о результатах оценки риска передачи ГЭ. 2.2. ПОСЕВНЫЕ МАТЕРИАЛЫ, БАНКИ КЛЕТОК И ПРОДУКТЫ ФЕРМЕНТАЦИИ Посевные материалы и банки клеток, исполь- зуемые для производства лекарственных препа- ратов, должны оцениваться на риск передачи ГЭ. Риск передачи ГЭ возможен для посевных материалов и банков клеток, используемых в производстве: – вакцинных антигенов; – лекарственных препаратов, полученных 118 с использованием биотехнологических процессов; – других лекарственных препаратов, в про- цессе производства которых используются си- стемы посевных материалов или банков клеток, уже утвержденных для производства компонен- тов зарегистрированного лекарственного препа- рата. Если материалы, полученные от ТГЭ-реле- вантных видов животных, используют в процессах получения продуктов ферментации или посевных материалов и банков клеток, они должны полно- стью соответствовать требованиям права Союза. 2.3. ПРИНЦИПЫ МИНИМИЗАЦИИ РИСКА При наличии у производителя выбора пред- почтительным является использование мате- риалов, полученных не от ТГЭ-релевантных видов животных или источника неживотного происхождения. Использование материалов, полученных от ТГЭ-релевантных видов живот- ных, вместо материалов не от ТГЭ-релевантных видов животных или материалов неживотно- го происхождения, должно быть обоснованно. Если необходимо использование материалов от ТГЭ-релевантных видов животных, должны быть приняты все необходимые меры по мини- мизации риска передачи ГЭ. В настоящее время доступные диагности- ческие наборы для выявления ГЭ-инфекции in vivo отсутствуют. Диагноз основывается на посмертном подтверждении характерных мозго- вых повреждений при помощи гистологических данных и (или) обнаружением PrPTSE методом Вестерн-блоттинга или иммунологических ана- лизов. Также для подтверждения наличия ин- фекционного агента ГЭ используют введение подозрительной ткани чувствительным видам лабораторных животных. Однако вследствие длительных инкубационных периодов всех агентов ГЭ результаты испытаний in vivo полу- чают только по истечении месяцев или лет.
Способность иммунохимических испыта- ний к обнаружению PrPTSE в посмертных образ- цах выявлять зараженных животных зависит от времени забора образца по отношению к сроку заражения, типа собранной ткани, полученной инфекционной дозы в сопоставлении со срока- ми наступления клинических проявлений забо- леваний. Хотя скрининг источников среди животных при помощи in vitro испытаний может предот- вратить использование животных на поздних стадиях инкубационного периода заболевания и обеспечить информацией об эпидемиологиче- ском статусе данной страны или региона, испы- тания, пригодные для однозначного подтвержде- ния незараженности животного, отсутствуют. Минимизация риска передачи ГЭ базирует- ся на следующих взаимодополняющих параме- трах: – источники заражения животного проис- хождения и их географическое происхождение; – природа материала животного происхож- дения, используемого в производстве, и выпол- нение процедур по предупреждению перекрест- ной контаминации продуктами с более высоким уровнем риска; – процессы производства, включая наличие системы качества, гарантирующие однород- ность и контролируемость продукта. 2.4. ИСТОЧНИКИ ЗАРАЖЕНИЯ ЖИВОТНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ ГЭ КРС представляет собой одну из груп- пы заболеваний, которые поражают целый ряд млекопитающих. Заболевания, известные как ГЭ или прионные болезни, являются след- ствием накопления аномальных прионных про- теинов в головном мозге и нервной системе. В качестве источника сырья и (или) материа- лов, используемых при получении продуктов для производства лекарственных препаратов, долж- ны быть животные, пригодные для применения в качестве продуктов питания человека и выдер- жавшие до и после убоя проверку на соответствие требованиям права Союза или аналогичным тре- бованиям третьих стран, за исключением матери- алов, полученных от живых животных, которые должны быть признаны здоровыми по результа- там клинического обследования. 2.4.1. География источников заражения 2.4.1.1. Материалы от крупного рогатого скота Всемирная организация здоровья животных устанавливает критерии для оценки состояния стран в отношении ГЭ КРС в Международ- ном кодексе здоровья животных. Страны или регионы классифицируют следующим образом: Категория А ‒ страны или регионы с незна- чительным риском ГЭ КРС; Категория В ‒ страны или регионы с контро- лируемым риском ГЭ КРС; Категория С ‒ страны или регионы с неопре- деленным риском ГЭ КРС. 119 Таблица 2.3.19.3.-1. ‒ Категории тканей животных в отношении их инфекционности Категория IА Ткани с высокой инфекционностью ткани центральной нервной системы (ЦНС), достигающих высоких титров инфекционности на поздних стадиях ГЭ, и некоторые ткани, анатомически связанные с ЦНС Категория IB Ткани с низкой инфекционностью периферические ткани с положительными тестами на инфекционность и (или) PrPTSE по меньшей мере на одну форму ГЭ Категория IC Ткани с неопределяемой инфекционностью ткани, при исследовании которых на инфекционность отсутствовала какая-либо определяемая инфекционность и (или) были получены отрицательные результаты на PrPTSE В общей фармакопейной статье используют классификацию ГЭ КРС, основанную на прави- лах Всемирной организации здоровья животных. Животные, при наличии выбора произво- дителя, должны быть получены из стран с не- значительным риском ГЭ КРС (категория А), если использование продуктов из стран с более высоким риском ГЭ КРС не является оправдан- ным. При использовании животных из стран с неопределенным риском ГЭ КРС всегда долж- но быть представлено обоснование. 2.4.1.2.
Овцы и козы (мелкий рогатый скот) Во многих странах мира в природе зареги- стрированы клинические случаи заболевания мелких жвачных животных скрейпи. В связи с тем, что ГЭ у овец и коз может быть ошибочно принята за скрейпи, в качестве меры предосто- рожности при анализе источников продуктов, полученных от мелкого рогатого скота, учи- тывается масштаб распространения в стране как ГЭ КРС, так и скрейпи, а также тип тканей, из которых получены материалы. Для овец вследствие опасений, касающих- ся возможности их заражения ГЭ при созда- нии стад, свободных от ГЭ, можно рассматри- вать возможность использования генотипов, показывающих устойчивость к инфекции ГЭ и (или) скрейпи. Однако возможность того, что генотипы, устойчивые к скрейпи, окажут- ся подвержены ГЭ (экспериментальное введе- ние внутрь) или атипичной скрейпи (случаи в природе), также должна быть принята во внимание. Козы являются недостаточно изученными в отношении генотип-специфиче- ской чувствительности. Материал от мелкого рогатого скота пред- почтительно получать из стран с длительной историей отсутствия скрейпи. Если матери- ал получен из других источников, необходимо соответствующее обоснование. 2.4.2. Стада КРС с незначительным риском ГЭ КРС (скрытый риск) Наиболее безопасным источником являют- ся страны с незначительным риском (страны категории А). В настоящее время невозможно измерить сте- пень снижения географического риска ГЭ для ко- ров из стад КРС с незначительным риском (скры- тый риск). Однако предполагается, что снижение такого риска представляется существенное. Получение материалов от изолированных стад КРС при оценке риска необходимо рассматривать с учетом категории страны по классификации Все- мирной организации здоровья животных. 2.5. ЧАСТИ ТЕЛА ЖИВОТНЫХ, БИОЛОГИЧЕСКИЕ ЖИДКОСТИ И СЕКРЕТЫ КАК ИСХОДНЫЕ МАТЕРИАЛЫ У инфицированных ГЭ животных органы и секреты имеют разный уровень инфекционно- сти. Если необходимо использовать материалы от ТГЭ-ревалентных видов животных, выбирают материалы с наиболее низкой категорией риска. Независимо от стадии заболевания ткани группируют в 3 основные категории в отно- шении их инфекционности, представленные в таблице 2.3.19.3.-1. Ткани категории IА и материалы, полу- ченные из них, не должны использоваться в производстве лекарственных препаратов, за исключением случаев, когда возможность их использования обоснована (см. раздел 4 дан- ной общей фармакопейной статьи). Несмотря на то, что в группе тканей с низ- кой инфекционностью (категория IВ) почти всегда имеются некоторые ткани с более низким уровнем риска (например, кровь) по сравнению с другими (например, лимфоретикулярные тка- ни), данные об уровнях инфекционности этих 120 тканей слишком ограничены, чтобы выделить в этой категории подкатегории с различным уровнем риска. Также очевидно, что отнесение определенной ткани к той или иной категории может зависеть от заболевания или вида живот- ных и подлежит пересмотру по мере появления новых данных. Категории в таблице 2.3.19.3.-1 являются ориентировочными, поэтому важно отметить следующее: – в определенных ситуациях может прои- зойти перекрестная контаминация тканей с раз- личной категорией инфекционности. На веро- ятность риска будут влиять условия получения тканей, в частности, наличие контакта тканей с низкой инфекционностью или тканей с неопре- деляемой инфекционностью (категории IВ и IС) с тканями с высокой инфекционностью (катего- рия IА).
Степень перекрестной контаминации некоторых тканей может быть увеличена, если в процессе убоя зараженных животных исполь- зуют проникающие или непроникающие проце- дуры разрушения головного мозга и (или) рас- пиливания головного или спинного мозга. Риск перекрестной контаминации будет меньше при заборе биологических жидкостей организма с минимальным повреждением ткани и удале- нии клеточных компонентов, и при сборе эм- бриональной крови без контаминации другими материнскими или эмбриональными тканями, включая плаценту, амниотическую и алланто- исную жидкости. Перекрестную контаминацию определенных тканей с тканью категории IА предотвратить очень трудно или невозможно (например, череп), что требует учета при оценке риска; – для определенных классов материалов ис- пользуемая техника убоя с разрушением (распи- ливанием) может быть критична для снижения потенциального риска вследствие вероятности попадания частиц мозга в периферические ор- ганы, в частности, в легкие. Техника разруше- ния (распиливания) должна быть описана, так же как и процедуры удаления тканей с высокой инфекционной активностью. Должны быть под- робно описаны процедуры сбора тканей и (или) органов животных, подлежащих использова- нию, и принимаемые меры по предупреждению перекрестной контаминации материалом более высокого риска; – риск контаминации органов и тканей по- тенциально опасными в отношении ГЭ материа- лами центральной нервной системы (ЦНС) при использовании для убоя КРС техники оглуше- ния зависит от следующих факторов: – содержание инфекционных возбудителей ГЭ КРС в мозгу умерщвленного животного; – степень повреждения головного мозга; – диссеминация (уровень контаминации) кусочками головного мозга тела животного. Указанные факторы следует оценивать во взаимосвязи с источником происхождения животных по классификации, возрастом живот- ных в случае использования КРС и посмертны- ми исследованиями их с помощью валидирован- ных методик. Основные принципы, описанные выше, также применимы к овцам и козам. Риск возникновения перекрестной конта- минации будет зависеть от некоторых дополни- тельных факторов, включая: – меры, предпринятые для предупрежде- ния контаминации во время сбора тканей; – уровень контаминации (количество конта- минирующих тканей); – количество и тип материалов, собираемых одновременно. Производители должны оценивать риск с учетом вероятности перекрестной контами- нации. Обобщенные современные данные о распре- делении инфекционности и PrPTSE у коров с ГЭ и у овец и коз со скрейпи представлены в табли- цах, приведенных в приложении к данной общей фармакопейной статье. Информация в табли- цах основана исключительно на наблюдениях за случаями заболеваний в природе или экспе- риментальном инфицировании при заражении во внутрь (у КРС), и не содержит в себе дан- ных о моделях со штаммами, вызывающими ГЭ и адаптированными к экспериментальным жи- вотным (пассажи могут значительно и непред- сказуемо изменить их фенотип в сравнении с имеющимися в природе возбудителями забо- левания). При оценке риска необходимо учитывать классификацию тканей, приведенную в табли- цах приложения к данной общей фармакопей- ной статье. 2.6. ВОЗРАСТ ЖИВОТНЫХ В качестве источника материалов реко- мендуется использовать молодых животных, поскольку инфекционная активность при ГЭ 121 у КРС нарастает в инкубационный период, для- щийся нескольких лет. Дополнительно следует отметить, что воз- растные критерии зависят также от географи- ческого происхождения. Возраст является более важным показателем для материалов из стран с более высоким риском (страны категорий B и C). 2.7.
ПРОИЗВОДСТВЕННЫЙ ПРОЦЕСС Оценка общего снижения возможного риска в лекарственных препаратах в отношении ГЭ должна проводиться с учетом мер по контролю: – источника сырья и исходных материалов; – производственного процесса. Контроль источников материалов является очень важным критерием по обеспечению прием- лемой безопасности продукта вследствие имею- щихся данных о резистентности возбудителей ГЭ к большинству инактивирующих процедур. Контроль производственного процесса и его серийности (то есть формирование серий, разде- ление партий, процедуры очистки между произ- водством разных серий) должен осуществляться в рамках соответствующей системы качества. Необходимо выполнять процедуры, обеспе- чивающие прослеживаемость материалов, про- ведение внутренних аудитов и аудитов постав- щиков сырья и исходных материалов. Определенные технологические процедуры могут значительно снизить риск контаминации ГЭ, например, процедуры, используемые при производстве материалов из жиров (см. раздел 5 данной общей фармакопейной статьи). Так как жесткая обработка не может быть применена ко многим материалам, процессы физического удаления материала, обогащенного прионами, такие как осаждение и фильтрация, более при- емлемы, чем химическая обработка. Должно быть представлено описание производственно- го процесса, включая внутрипроизводственный контроль, а также обсуждены меры, позволяю- щие снизить или исключить контаминацию ГЭ. В случае участия в производственном процессе нескольких производственных площадок долж- ны быть четко указаны стадии, выполняемые на каждой площадке. Должны быть описаны все принимаемые меры по обеспечению мони- торинга исходного материала каждой производ- ственной серии. Процесс очистки Процедура очистки технологического обо- рудования может быть трудновалидируемой на способность удаления агентов ГЭ. Имеются сообщения о том, что после работы с препара- тами с высоким титром возбудителей ГЭ коли- чество возбудителей инфекции, поддающееся обнаружению, может быть адсорбировано на поверхности нержавеющей стали. Удаление всех адсорбированных белков при помощи 1 М раствора натрия гидроксида или хлорсодержа- щих дезинфектантов (например, 20 000 ррm хлора в течение 1 ч) считается приемлемым методом в случаях, когда оборудование, под- вергшееся воздействию потенциально конта- минированного материала, не может быть заме- нено. Мягкая обработка щелочью предельной концентрации или стабилизированной хлорной известью в комбинации с моющими средства- ми, проводимая при заданных температурах, показывает способность удаления прионов, как и в классических процедурах очистки с исполь- зованием натрия гидроксида и хлора. Систе- ма, основанная на обработке парами водорода пероксида, также применима для инактивации возбудителей ГЭ. Такие новые процедуры бо- лее совместимы с деликатными материалами и могут быть пригодны для практического ис- пользования. Если при производстве продукции исполь- зуют материалы с риском ГЭ, должны быть введены в действие процедуры очистки, в том числе меры контроля, для минимизации риска перекрестной контаминации между производ- ственными сериями. Это особенно важно, если материалы из разных категорий риска обраба- тывают на той же производственной площадке и том же оборудовании. Если при производстве продукта используют материалы категории IА, должно быть применено специальное оборудо- вание, при отсутствии других указаний.
Для разработки и утверждения новых проце- дур дезактивации необходимы дальнейшие ис- следования с целью снижения риска перекрест- ной контаминации материалов и оборудования, которые несовместимы с процедурами, рекомен- дованными Всемирной организацией здравоох- ранения. Валидация процедур удаления и (или) инактивации Исследования по валидации процедур уда- ления и (или) инактивации ГЭ трудно подда- ются оценке. Необходимо принимать во вни- мание природу материала и его применимость в естественном состоянии, дизайн исследования 122 (включая уменьшение масштаба технологиче- ских процессов) и методики обнаружения возбу- дителя (in vitro или in vivo). В настоящее время проведение работ по валидации не требуется. Однако, если имеются утверждения о безопас- ности продукта в отношении ГЭ, основанные на способности производственных процессов удалять или инактивировать возбудителей ГЭ, они должны быть подтверждены соответствую- щими экспериментальными исследованиями. Процесс производства по возможности дол- жен быть разработан с учетом имеющейся ин- формации о методах, считающихся пригодными для инактивации или удаления возбудителей ГЭ. Для некоторых видов продукции (см. раздел 5.3 данной общей фармакопейной статьи), у кото- рых валидированный процесс удаления и (или) инактивации затруднен в применении, может потребоваться оценка, которую следует основы- вать на исходном материале и любых опублико- ванных данных о риске ГЭ. 3. ОЦЕНКА РИСКА МАТЕРИАЛОВ ИЛИ СУБСТАНЦИЙ ДЛЯ ФАРМАЦЕВТИЧЕСКОГО ПРИМЕНЕНИЯ, ИСПОЛЬЗУЕМЫХ В ПРОИЗВОДСТВЕ И ИЗГОТОВЛЕНИИ ЛЕКАРСТВЕННЫХ ПРЕПАРАТОВ Всесторонняя оценка риска для лекарствен- ного препарата должна содержать оценку риска для всех материалов, полученных от ТГЭ-ре- левантных видов животных, и по возможности оценку снижения содержания возбудителей ГЭ или их инактивации на технологических стадиях производства субстанции для фармацевтическо- го применения или готового продукта и должна показать, что все факторы риска ГЭ были учте- ны и риск был минимизирован. Выбор и обоснование порядка контроля материала, полученного от ТГЭ-релевантных животных, осуществляется производителем с учетом последних данных научно-техническо- го прогресса. Окончательное решение о соответ- ствии установленным требованиям принимает уполномоченный орган. 4. ОЦЕНКА СООТНОШЕНИЯ «ПОЛЬЗА – РИСК» Для решения вопроса о приемлемости лекарственного средства, содержащего материа- лы от ТГЭ-релевантных животных, или в про- изводстве которого используют материалы жи- вотного происхождения, необходимо учитывать следующие факторы: – путь введения лекарственного препарата; – количество материала животного проис- хождения, входящего в состав лекарственного средства; – максимальная терапевтическая доза (су- точная доза и продолжительность лечения); – показания к применению лекарственного препарата и его клиническая эффективность; – наличие видового барьера. Ткани с высокой инфекционностью (тка- ни категории IА) и продукты, полученные из них, не должны использоваться в производстве лекарственных средств, исходных материалов и полупродуктов (включая активные фармацев- тические субстанции, вспомогательные вещества и реактивы) при отсутствии другого обоснования. Их применение в производстве активных фарма- цевтических субстанций допускается в исключи- тельных обстоятельствах, если представлены: ‒ надежное обоснование необходимости их использования; ‒ положительная оценка соотношения «польза – риск» согласно предполагаемому при- менению.
Субстанции для фармацевтического приме- нения, производимые из материалов категории IА, если их использование обосновано, должны быть получены от животных из стран с незначи- тельным риском (категория А). 5. ПОЛОЖЕНИЯ ПО ОТДЕЛЬНЫМ МАТЕРИАЛАМ 5.1. КОЛЛАГЕН Коллаген представляет собой фибрилляр- ный белковый компонент соединительной ткани млекопитающих, который получают из костей, шкур и кожи, спилок шкур, связок и сухожилий. Документация для коллагена, подтверждаю- щая соответствие требованиям данного раздела, должна быть представлена с учетом положений разделов 2 – 4 данной общей фармакопейной статьи. Кроме того, должно быть рассмотрено следующее: – для коллагена, полученного из костей, при- меняют требования, установленные для желати- на (см. ниже). Однако в процессе производства коллагена в отличие от производства желатина 123 вероятна более низкая возможность инактивации прионов, поэтому источник получения материала является более критичным по риску передачи ГЭ; – коллаген, произведенный из таких тканей, как шкура, кожа, связки и сухожилия, обыч- но не обладает существенным риском в отно- шении ГЭ, если возможность контаминации потенциально зараженными материалами, на- пример попадание крови и (или) тканей ЦНС, при их заготовке исключена. Поэтому шкуры представляют более безопасное сырье для им- плантатов человека, полученных из коллагена. Вместе с тем перекрестное загрязнение мозго- вой тканью, произошедшее во время убоя и вы- сохшее у поверхности кожи, является трудноу- странимым, что представляет дополнительный аспект, требующий учета при оценке безопасно- сти данного исходного материала. Процесс производства коллагена может включать несколько общих стадий с получени- ем желатина, например, обработка щелочью, натрия сульфатом, кальция гидроксидом и на- трия гидроксидом или ферментативная обработ- ка. Тем не менее, даже эти общие стадии могут различаться по продолжительности и значениям рН, что может привести к существенным разли- чиям в их инактивирующей способности. Для поддержания безопасности продукта в процессе производства коллагена должен присутствовать этап оценки риска, базирующийся на сходстве этапов обработки коллагена и инактивации жела- тина. Кроме этапов обработки существуют также различия в конечном использовании материала и, следовательно, в их оценке риска (желатин ши- роко используется для приема внутрь, коллаген же часто применяется в форме хирургических имплантатов). Данный аспект также следует учи- тывать при окончательной оценке риска. 5.2. ЖЕЛАТИН Желатин представляет собой природный растворимый белок, гелеобразующий или негелеобразующий, полученный частичным гидролизом коллагена, производимого из ко- стей, шкур и кожи животных. Документация, подтверждающая соответ- ствие желатина данному разделу, должна быть представлена с учетом положений разделов 2 – 4 данной общей фармакопейной статьи. Источники материала Желатин, входящий в состав лекарственных средств, может быть произведен из костей или шкур. Шкуры, при условии предупреждения во время заготовки перекрестной контаминации потенциально зараженными материалами, пред- ставляют собой более безопасный исходный ма- териал, чем кости. Шкуры как исходный материал. Шкуры, ис- пользуемые для производства желатина, пред- ставляют собой более безопасный источник материала, чем кости. При этом настоятельно рекомендуется обеспечить условия, предупре- ждающие перекрестную контаминацию потен- циально зараженными материалами во время заготовки. Кости как исходный материал.
При исполь- зовании костей для производства желатина для обеспечения безопасности конечного продукта необходим контроль по дополнительным пара- метрам. При получении желатина из костей КРС необходимо контролировать качество исходных материалов и выполнять следующие условия: – череп и позвоночник, содержащий спинной мозг, должны быть исключены из состава сырья (исходное сырье и исходный материал) незави- симо от возраста и страны происхождения КРС; – позвонки должны быть удалены из исход- ного сырья и исходного материала от КРС с воз- растом старше 30 мес (страны категории В или С); – желатин для парентерального использования должен быть произведен из костей, полученных из стран категории А и В. Желатин для приема внутрь может быть произведен из костей, полу- ченных из стран категории А, В и С; – желатин должен быть произведен одним из способов, описанных ниже. Способы производства Шкуры. При производстве желатина из шкур не требуется особых конкретных способов и ус- ловий переработки, если выполняются все про- цедуры для предупреждения перекрестной кон- таминации как при заготовке шкур, так и в ходе производственного процесса. Кости. Если в качестве исходного материа- ла используют кости, способ производства будет являться вторым параметром, обеспечивающим безопасность желатина: – желатин может быть произведен из костей КРС от источников в странах категории А, В или С в соответствии с условиями, описанны- ми в разделе 5.2 данной общей фармакопейной статьи, с использованием кислот и щелочей, или нагревания, или давления; – при проведении оценки риска должен быть 124 принят во внимание производственный процесс в соответствии с описанием в разделе 3 дан- ной общей фармакопейной статьи. В валида- ционных экспериментах показано, что исполь- зование в производстве желатина как кислот, так и щелочей позволяет инактивировать и (или) удалять агенты ГЭ. Исследования показали, что дополнительная обработка костей и (или) оссе- ина щелочью (рН 13) в течение 2 ч значительно повышает способность процесса производства инактивировать и (или) удалять ГЭ. Введение в технологический процесс стадий фильтрова- ния, ионообменной хроматографии и ультравы- сокотемпературной стерилизации также повы- шает степень безопасности желатина; – при стандартном щелочном способе произ- водства для получения костной ткани (оссеина) кости мелко измельчают, обезжиривают горячей водой и деминерализуют раствором хлороводо- родной кислоты (не менее 4 % при рН не более 1,5) в течение не менее 2 сут. Затем проводят щелочную обработку насыщенным раствором кальция гидроксида (рН не менее 12,5) в тече- ние 20 сут; – кости КРС могут быть переработаны с помо- щью кислотного способа (предварительная обра- ботка кислотой), при котором оссеин вымачивает- ся при рН не более 3,5 в течение не менее 10 ч; – как к кислотному, так и щелочному спосо- бам производства желатина применима высоко- температурная обработка (стерилизация) при тем- пературе не менее 138 °С в течение не менее 4 с; – при производственном процессе с исполь- зованием нагревания и давления, высушенные, измельченные и обезжиренные кости автоклави- руют с помощью насыщенного пара при давле- нии более 3 бар и температуре не менее 133 °С в течение не менее 20 мин с последующей экс- тракцией белков горячей водой. Заключительные стадии при использовании процессов кислотной, щелочной или темпера- турной обработки под давлением практически одинаковы и включают экстракцию желатина, промывание, фильтрацию и концентрирование. 5.3.
МАТЕРИАЛЫ ИЗ КРОВИ КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА И ЕЕ КОМПОНЕНТЫ Эмбриональная (фетальная) сыворотка КРС широко используется при работе с клеточ- ными культурами. Фетальная сыворотка КРС должна быть получена из плодов, извлеченных на скотобойнях у здоровых коров, пригодных для употребления в пищу человеком. Матка должна быть полностью удалена, эмбриональ- ная кровь собирается в закрытую систему для сбора крови в специально предназначенном для этого месте или зоне в асептических условиях путем сердечной пункции. Сыворотку новорожденных телят получают у телят в возрасте до 20 сут; сыворотку телят - у животных в возрасте менее 12 мес. Донорскую сыворотку КРС получают у животных в возрасте не более 36 мес, при этом наличие отрицатель- ного статуса стада в отношении ГЭ должно быть четко определено и задокументировано. Во всех случаях для предупреждения пере- крестной контаминации тканями с более высо- ким риском, сыворотка должна быть собрана обученным персоналом согласно определенным процедурам, регламентируемым соответствую- щими нормативными документами. С целью подтверждения соответствия мате- риалов из крови КРС и ее компонентов требова- ниям общей фармакопейной статьи документа- ция на них должна быть представлена с учетом положений разделов 2 – 4 данной общей фар- макопейной статьи (таблица 2.3.19.3.-2). Кроме того, следует учитывать следующее. Прослеживаемость Должна быть обеспечена прослеживаемость каждой серии сыворотки или плазмы до ското- бойни. Скотобойни должны иметь и хранить списки ферм, откуда поступили животные. Если сыворотка получена у живых животных, для ка- ждой серии сыворотки должны вестись записи, обеспечивающие прослеживаемость ее проис- хождения с соответствующей фермы. Географическое происхождение В связи с тем, что уровень инфекционности ГЭ тканей КРС более высокий, чем в отноше- нии скрейпи, в качестве меры предосторожности кровь КРС должна быть получена из стран кате- гории А. Кровь КРС из стран категории В также является приемлемой при условии, что нет риска перекрестной контаминации крови тканями моз- га при убое животных в возрасте более 21 мес. Методы оглушения Если образцы получают от убитых жи- вотных, метод убоя играет важную роль в обеспечении безопасности материала. Было установлено, что оглушение пистолетом с выдви- гающимся ударным стержнем с прокалыванием или без прокалывания спинного мозга, так же как пневматическим ударным аппаратом, осо- 125 Таблица 2.3.19.3.-2. – Концепция для определения соответствия требованиям крови (сыворотки) крупного рогатого скота и ее компонентов Продукт Фетальная сыворотка Донорская телячья сыворотка Донорская сыворотка взрослого животного Телячья сыворотка Взрослая сыворотка Сыворотка/ плазма/ компоненты сыворотки взрослого животного Компоненты сыворотки взрослого животного Компоненты сыворотки взрослого животного географическое происхождение КРС категории А и В категории А и В категории А и В1 категории А и В категория А категория В категория А категория В возраст КРС нерожденный < 1 год < 36 мес < 1 год не ограничен < 21 мес2 не ограничен < 30 мес убой/перекрестная контаминация крови материалами ЦНС нет риска перекрестной контаминации риск перекрестной контаминации доказательство снижения содержания прионов в процессе производства нет нет да3 Примечание. 1 Если источник из стран категории В, КРС должен быть из четко определенных и документированных стад. 2 Более старший возраст может быть разрешен, если перекрестное загрязнение крови материалами ЦНС исключено (например, халяльный убой).
3 Доказательство снижения содержания прионов может не требоваться, если перекрестное загрязнение крови материалами ЦНС исключено (например, халяльный убой). 126 бенно с введением воздуха, может разрушить мозг и привести к распространению тканей мозга через кровоток. Непроникающее оглуше- ние (без пенетрации) больше не рассматривают в качестве альтернативы оглушению с проник- новением (с пенетрацией). Незначительный риск можно ожидать от электронаркоза, но даже это не обеспечивает полную безопасность, пото- му что, в случае неудачи, животные, возможно, будут подвергнуты дополнительному оглуше- нию. Методы оглушения должны быть описаны в процессе сбора крови КРС. Если при убое скота в странах категории В возможен риск перекрестного заражения крови КРС тканью мозга, должны применяться такие меры безопасности как ограничение возраста скота и (или) уменьшение содержания инфекци- онных агентов в процессе производства. Возраст Для стран категории B в качестве меры безо- пасности для крови КРС и ее компонентов при- меняют ограничение возраста до 21 мес, если производство не предполагает существенного снижения содержания агентов ГЭ. Возрастное ограничение до 30 мес считается достаточным для компонентов крови, если значительное сни- жение содержания агентов ГЭ можно подтвер- дить, как описано ниже. Снижение содержания ГЭ агентов в процессе производства Возможность производственного процес- са уменьшать и (или) устранять агенты ГЭ для компонентов крови должна быть оценена в экспериментальных исследованиях. Оценка может быть основана на собственных или лите- ратурных данных в случаях, когда можно пока- зать их актуальность для конкретного производ- ственного процесса. Если невозможно сделать вывод о сопоставимости способностей к сниже- нию, производителям рекомендуется провести исследования по конкретным продуктам. Иссле- дования с использованием биохимических ана- лизов могут быть достаточными при наличии научных доказательств о корреляции анализов с данными об инфекционности. В исследовани- ях рисков, связанных с использованием крови, загрязненной тканями мозга, могут применяться препараты, полученные из головного мозга. 5.4. МАТЕРИАЛЫ ИЗ ТВЕРДОГО ЖИРА Твердый жир получают из тканей подкож- ных, брюшных и межмышечных областей и костей. В качестве исходного материала для изготовления производных жира используют твердый жир, соответствующий санитарным правилам, касающихся субпродуктов животного происхождения, не предназначенных для упо- требления человеком. Безопасным в странах c неопределенным риском ГЭ КРС является жир с максимальным количеством нерастворимых примесей 0,15 % и продукты из такого жира. Материалы, по- лученные из такого твердого жира, глицерин и жирные кислоты, не представляют риск в отношении передачи ГЭ в случае использова- ния в производственном процессе жестких усло- вий обработки. Материалы, произведенные при использо- вании следующих технологических процессов, будут соответствовать требованиям данного раз- дела, независимо от географического происхожде- ния и природы тканей, из которых они получены: – трансэтерификация или гидролиз при темпе- ратуре не менее 200 °С в течение не менее 20 мин под давлением (производство глицерина, жирных кислот и сложных эфиров жирных кислот); – омыление с помощью 12 М раствора натрия гидроксида (производство глицерина и мыла): – серийный процесс: при температуре не ниже 95 °С в течение не менее 3 ч; – непрерывный процесс: при температуре не ниже 140 °С под давлением в течение не менее 8 мин или эквивалентная обра- ботка; – перегонка при температуре 200 °С.
Производные твердых жиров, произве- денные в соответствии с такими условиями, не представляют какого-либо риска в отноше- нии передачи ГЭ и следовательно соответствуют требованиям данного раздела. Производные твердых жиров, произведен- ные в других условиях, должны соответствовать требованиям данного раздела. 5.5. УГОЛЬ ЖИВОТНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ Уголь животного происхождения получают путем обугливания тканей животных, таких как кости, при температуре выше 800 °С. Исходный материал для производства угля животного происхождения должен соответство- вать санитарным правилам, касающимся субпро- дуктов животного происхождения, не предна- значенных для употребления человеком, при 127 отсутствии другого обоснования. Независимо от географического происхождения и природы ткани нормативные требования к углю живот- ного происхождения должны быть рассмотрены в соответствии с данным разделом. Уголь, произведенный в соответствии с описанными условиями, не представляет како- го-либо риска в отношении передачи ГЭ и сле- довательно будет соответствовать требованиям данного раздела. Уголь, произведенный в других условиях, дол- жен соответствовать требованиям данного раздела. 5.6. МОЛОКО И МАТЕРИАЛЫ ИЗ МОЛОКА В свете современных научных знаний и не- зависимо от географического происхождения, молоко КРС не представляет никакого риска по заражению ГЭ. Некоторые материалы, включая лактозу, экстрагируют из молочной сыворотки или оста- точной жидкости при производстве сыра после свертывания (коагуляции). При коагуляции мо- жет использоваться сычужный фермент телят (экстракт сычуга) или сычужный фермент, полу- ченный от других жвачных животных. Производные коровьего молока, произведен- ные в описанных ниже условиях, не представ- ляют риска ГЭ и следовательно соответствуют требованиям: – молоко должно быть получено от здоро- вых животных в тех же условиях, что и молоко, пригодное для употребления человеком; – никакие другие материалы от жвачных животных, за исключением сычужного фермен- та телят, не используют при получении таких производных (например, гидролизатов казеина с использованием панкреатических ферментов). Производные молока, полученные другим способом или с использованием производных сычужного фермента от других видов жвачных животных, должны соответствовать требовани- ям данного раздела. 5.7. МАТЕРИАЛЫ ИЗ ШЕРСТИ Материалы из шерсти и волос жвачных животных, такие как ланолин и ланолиновые спирты (спирты шерстяного воска), полученные из волос, должны соответствовать требованиям данного раздела при условии, что шерсть и во- лосы получены от живых животных. Материалы из шерсти и волос умерщвлен- ных жвачных животных, предназначенных для употребления в пищу, не представляют како- го-либо риска ГЭ, если получены с использова- нием в производственном процессе параметров рН, температуры и продолжительной обработки, соответствующих как минимум одному из ука- занных ниже условий: – обработка при рН не менее 13 (первона- чальная, соответствует концентрации натрия гидроксида не менее 0,1 М) при 60 ºС в течение не менее 1 ч. Это происходит обычно на стадии щелочной обработки органического материала; – молекулярная дистилляция при высокой тем- пературе более 220 ºС при пониженном давлении. Материалы из шерсти, полученные в других условиях, должны соответствовать требованиям данного раздела. 5.8. АМИНОКИСЛОТЫ Аминокислоты могут быть получены путем гидролиза материалов из различных источников.
Исходный материал для производства амино- кислот должен отвечать санитарным правилам, касающимся субпродуктов животного происхож- дения, не предназначенных для потребления че- ловеком, при отсутствии другого обоснования. Аминокислоты не представляют риска ГЭ, если их производство включает следующие ста- дии технологического процесса: – обработку материала при рН от 1 до 2, далее при рН не менее 11 с последующей тер- мообработкой при 140 ºС в течение 30 мин при давлении 3 бар; – фильтрование полученных аминокислот после обработки; – анализ чистоты проводится с помощью валидированной и чувствительной методики, позволяющей оценить содержание всех остаточ- ных негидролизованных макромолекул в уста- новленных допустимых пределах. Аминокислоты, полученные в других усло- виях, должны соответствовать требованиям дан- ной общей фармакопейной статьи. 5.9. ПЕПТОНЫ Пептоны представляют собой частичные ги- дролизаты белка, полученные в результате фер- ментативного или кислотного расщепления. Пептоны используют в микробиологиче- ских питательных средах для полноценного питания микроорганизмов, используемых в ка- честве посевного материала или в ферментерах промышленного масштаба для производства 128 лекарственных препаратов, в том числе вакцин для медицинского и ветеринарного применения. Существует значительный интерес в использо- вании растительного белка как альтернативы животного белка. Тем не менее: – если в качестве источника белка использу- ется желатин, он должен отвечать требованиям раздела 5.2 данной общей фармакопейной статьи; – если в качестве источника белка исполь- зуется казеин, он должен отвечать требованиям раздела 5.6 данной общей фармакопейной статьи; – если в качестве источника белка исполь- зуются ткани видов животных, подверженных ГЭ, их получают от животных, пригодных для употребления в пищу (см. раздел 2.4 данной об- щей фармакопейной статьи) с максимальным возрастом 30 мес для КРС из стран категории В. Для животных из стран категории А возраст жи- вотных практически не влияет на оценку риска. ПРИЛОЖЕНИЕ. ОСНОВНЫЕ КАТЕГОРИИ ИНФЕКЦИОННОСТИ Приведенная ниже таблица взята из доку- мента Всемирной организации здравоохранения WHO Guidelines on Tissue Infectivity Distribu- tion in Transmissible Spongiform Encephalo- pathies (2010). Данные в таблице соответствуют следующему: + — наличие инфекционности или PrPTSE; – — отсутствие определяемой инфекционности или PrPTSE; НИ — не исследовалось; НП — не применимо; ? — неопределенная интерпретация; ( ) — ограниченные или предварительные данные; [ ] — данные об инфекционности или PrPTSE основаны исключительно на биопробах на трансгенных (Тg) мышах, экспрес- сирующих дополнительно ген PrP-ко- дирования, или методах амплификации PrPTSE. Ткань Крупный рогатый скот ГЭ КРС Овцы и козы Скрейпи инфекционность PrPTSE инфекционность PrPTSE Категория IA: Ткани с высокой инфекционностью мозг + + + + спинной мозг + + + + сетчатка + НИ НИ + зрительный нерв + НИ НИ + спинальный ганглий + + + + ганглий тройничного нерва + + НИ + гипофиз – НИ + + твердая мозговая оболочка НИ НИ НИ НИ Категория IB: Ткани с низкой инфекционностью периферические нервы [+] + + + вегетативные ганглии НИ + НИ + Таблица 2.3.19.3.-3.
– Основные категории инфекционности тканей 129 Ткань Крупный рогатый скот ГЭ КРС Овцы и козы Скрейпи инфекционность PrPTSE инфекционность PrPTSE лимфоретикулярные ткани селезенка – – + + лимфатические узлы – – + + миндалевидная железа + – + + мигательная перепонка + – [+] + тимус – НИ + + пищеварительный тракт пищевод – НИ [+] + рубец (только для жвачных животных) – НИ [+] + желудок/сычуг – НИ [+] + 12-перстная кишка – – [+] + тощая кишка – + [+] + подвздошная кишка + + + + аппендикс НП НП НП НП толстая кишка/слепая кишка – – + + прямая кишка НИ НИ НИ + репродуктивные ткани плацента – НИ + + яичник – НИ – – матка – НИ – – другие ткани молочная железа/вымя – НИ – + кожа – НИ – + жировая ткань – НИ НИ НИ сердце/перикард – НИ – НИ легкие – НИ – – печень – НИ + – почки – – [+] + надпочечники [+] + + – поджелудочная железа – НИ + НИ Таблица 2.3.19.3.-3. – Продолжение 130 Ткань Крупный рогатый скот ГЭ КРС Овцы и козы Скрейпи инфекционность PrPTSE инфекционность PrPTSE костный мозг [+] НИ + НИ скелетные мышцы [+] НИ [+] + язык – НИ [+] + кровеносные сосуды – НИ НИ + слизистая оболочка носа – НИ + + слюнная железа – НИ + НИ роговица НИ НИ НИ НИ жидкости организма, секреты и выделения цереброспинальная жидкость – НИ + – кровь – ? + ? слюна НИ НИ – НИ молоко – – + [+] моча – НИ – – фекалии – НИ – НИ Категория IC: Ткани с неопределяемой инфекционностью репродуктивные ткани яички – НИ – – предстательная железа/ придатки семенника/семенные канатики – НИ – – сперма – НИ – – плацентарная жидкость – НИ НИ НИ плод – НИ – – эмбрион – НИ ? НИ скелетно-мышечные ткани кость – НИ НИ НИ сухожилие – НИ НИ НИ другие ткани ткани десны НИ НИ НИ НИ зубная пульпа НИ НИ НИ НИ трахея – НИ НИ НИ щитовидная железа НИ НИ – НИ Таблица 2.3.19.3.-3. – Продолжение 131 Ткань Крупный рогатый скот ГЭ КРС Овцы и козы Скрейпи инфекционность PrPTSE инфекционность PrPTSE жидкости организма, секреты и выделения молозиво (–) – ( ? ) НИ пуповинная кровь – НИ НИ НИ пот НИ НИ НИ НИ слезы НИ НИ НИ НИ назальная слизь НИ НИ НИ НИ желчь НИ НИ НИ НИ Таблица 2.3.19.3.-3. – Продолжение 203190004-2023 2.3.19.4. СТАДА КУР ДЛЯ ПРОИЗВОДСТВА И КОНТРОЛЯ КАЧЕСТВА ВАКЦИН, НЕ СОДЕРЖАЩИЕ ОПРЕДЕЛЕННЫХ ПАТОГЕНОВ Общая фармакопейная статья описывает требования к стадам кур, не содержащим опре- деленных патогенов, и включает перечень пато- генов, подлежащих контролю. Цыплята, эмбрионы или культуры клеток, используемые при производстве или контроле качества вакцин, получают из яиц кур, не со- держащих определенных патогенов (specified pathogens free, SPF) (далее – категория СПФ). Для подтверждения соответствия стада кур ка- тегории СПФ используют систему контроля, представленную в данной общей фармакопей- ной статье. Перечень определенных патогенов, подлежащих контролю, составлен с учетом со- временных знаний и при необходимости может обновляться. Стадо кур категории СПФ содержат в оди- наковых условиях с минимальным риском кон- таминации. Технический персонал не должен иметь контактов со стадами кур без категории. После присвоения стаду кур категории СПФ к нему не добавляют птиц, не имеющих соответ- ствующей категории. Стада кур категории СПФ нельзя размещать вблизи стад птиц без нее. Исключение состав- ляют стада в процессе присвоения категории или содержащиеся в помещениях и условиях, соответствующих категории СПФ. Стадо кур ка- тегории СПФ должно содержаться в изоляторе или в помещениях с фильтруемым воздухом и поддержанием разницы давления. В помещения не допускаются лица без соответствующего раз- решения.
Принимаются необходимые меры для предотвращения проникновения грызунов, ди- ких птиц, насекомых. Персонал, имеющий разрешение на вход в помещение, не должен иметь контактов с дру- гими птицами или носителями инфекции, по- тенциально способными инфицировать стадо. Перед входом в помещения персоналу рекомен- дуют принять душ и переодеться или надеть за- щитную одежду. По возможности предметы, которые вносят в помещение, стерилизуют. В частности, реко- мендуется обрабатывать корм соответствующим образом для предотвращения контаминации не- желательными микроорганизмами. Используе- мая вода должна соответствовать требованиям к питьевой воде. У птиц из стада категории СПФ не применяют лекарственные препараты, которые могут препятствовать выявлению заболевания. Сведения о здоровье стада постоянно ре- гистрируют и любые отклонения расследуют. Основные параметры наблюдения включают заболеваемость, смертность, общее физическое состояние, потребление корма, ежедневная яй- ценоскость, выводимость цыплят и качество яиц. Записи сохраняют в течение 5 лет. О любых отклонениях или при обнаружении какой-либо инфекции сообщают потребителям яиц в воз- можно короткие сроки. 132 Таблица 2.3.19.4.-1. – Перечень патогенов, подлежащих контролю Возбудитель Методы исследования* Вертикальный путь передачи Распространение Аденовирусы птиц, группа 1 (Avian adenoviruses, group 1) РДП, ИФА да медленное Вирус энцефаломиелита птиц (Avian encephalomyelitis virus) РДП, ИФА да быстрое Вирус инфекционного бронхита птиц (Avian infectious bronchitis virus) РТГА, ИФА нет быстрое Вирус инфекционного ларинготрахеита птиц (Avian infectious laryngotracheitis virus) реакция нейтрализации вируса, ИФА нет медленное Вирус лейкоза птиц (Avian leucosis viruses) ИФА для вируса, реакция нейтрализации вируса, ИФА для антитела да медленное Вирус нефрита птиц (Avian nephritis virus) ИО нет медленное Ортореовирусы птиц (Avian orthoreoviruses) ИО, ИФА да медленное Вирус ретикулоэндотелиоза птиц (Avian reticuloendotheliosis virus) РДП, ИФА да медленное Вирус анемии цыплят (Chicken anaemia virus) ИО, ИФА, реакция нейтрализации вируса да медленное Вирус синдрома снижения яйценоскости (Egg drop syndrome virus) РТГА, ИФА да медленное Вирус инфекционного бурсита птиц (Infectious bursal disease virus) Серовар 1: РДП, ИФА, реакция нейтрализации вируса Серовар 2: реакция нейтрализации вируса нет быстрое Вирус гриппа А (Influenza A virus) РДП, ИФА, РТГА нет быстрое Вирус болезни Марека (Marek`s disease virus) РДП нет быстрое Вирус болезни Ньюкасла (Newcastle disease virus) РТГА, ИФА нет быстрое Вирус ринотрахеита индеек (птиц) (Turkey rhinotracheitis virus) ИФА нет медленное Mycoplasma gallisepticum РА и РТГА для подтверждения положительного результата, ИФА, РТГА да медленное Mycoplasma synoviae РА и РТГА для подтверждения положительного результата, ИФА, РТГА да быстрое Salmonella pullorum РА да медленное Примечание. РА – реакция агглютинации РДП – реакция диффузной преципитации в геле (метод применим для еженедельных исследований) ИФА – иммуноферментный анализ РТГА – реакция торможения гемагглютинации ИО – иммуноокрашивание * По согласованию с уполномоченным органом возможно использование других методов испытаний при условии, что они не менее чувствительные и специфичные, чем представленные в данной общей фармакопейной статье 133 Испытания, представленные в данной общей фармакопейной статье, должны обладать соот- ветствующей специфичностью и чувствительно- стью к определенным сероварам вирусов. Испы- туемые образцы отбирают случайным образом.
Положительный результат испытания на на- личие вируса анемии цыплят не обязывает ис- ключать использование материала, полученного из данного стада, однако живые вакцины для применения у птиц в возрасте менее 7 сут долж- ны производиться с использованием материала от птиц с отрицательным результатом на вирус анемии цыплят. Инактивированные вакцины для применения у птиц в возрасте менее 7 сут могут быть произведены из материала, полученного от стада без отрицательного результата на ви- рус анемии цыплят при условии подтверждения инактивации вируса анемии цыплят в процессе инактивации вакцины. СОЗДАНИЕ СТАДА КАТЕГОРИИ СПФ Стада категории СПФ создают из птиц, про- верка которых подтверждает отсутствие верти- кально передающихся инфекций (возбудители инфекций приведены в таблице 2.3.19.4.-1). Испытания проводят на двух поколениях птиц, предшествующих формированию стада категории СПФ. Процедуры присвоения и под- держания категории СПФ у стад кур приведены в таблице 2.3.19.4.-2. Для формирования нового стада категории СПФ проводят ряд испытаний на трех поколе- ниях птиц. Все птицы в первом поколении до дости- жения возраста 20 нед должны быть провере- ны один раз на наличие группового антигена лейкоза птиц и на отсутствие антител к виру- су лейкоза птиц подтипов A, B и J с помощью иммуноферментного анализа или реакции ней- трализации вируса. Всех птиц также проверяют на отсутствие антител к инфекционным возбу- дителям, передающимся вертикально, согласно таблице 2.3.19.4.-1. Начиная с возраста 8 нед формируемые стада проверяют на отсутствие Salmonella spp. С этого периода проводят регу- лярные клинические наблюдения, чтобы под- твердить отсутствие симптомов инфекционных заболеваний. Методы анализа, используемые для оценки формируемого стада, указаны в та- блице 2.3.19.4.-1, дополнительные рекоменда- ции приведены в разделе по рутинным испыта- ниям стада категории СПФ. Начиная с возраста 20 нед стада проверяют в соответствии с разделом Рутинные испытания стада категории СПФ данной общей фарма- копейной статьи. Все процедуры присвоения и поддержания категории применяют к последу- ющим двум поколениям, за исключением испы- тания каждой птицы на наличие возбудителей, передающихся вертикальным путем. Стада категории СПФ формируются из третьего поколения птиц при условии, что результаты испытаний во всех трех поколениях стада показали отсутствие патогенных микроор- ганизмов. Допускается доукомплектование стада мо- лодняком от стад кур категории СПФ, получен- ным из другого стада этой же категории, содер- жащимся в отдельных помещениях на одной птицеферме. Начиная с возраста 8 нед стада подвергают испытаниям в соответствии с про- цедурами присвоения и поддержания категории. ИСХОДНЫЕ ТРЕБОВАНИЯ К ИСПЫТАНИЯМ ПОСЛЕДУЮЩИХ ПОКОЛЕНИЙ, ПОЛУЧЕННЫХ ИЗ СТАД КАТЕГОРИИ СПФ Новое поколение для присвоения категории СПФ предварительно проверяют на отсутствие определенных патогенов при условии, что стадо доукомплектовано исключительно птицами из стада той же категории. В дополнение к испыта- ниям на наличие Salmonella и контролю общего состояния здоровья, начиная с возраста 8 нед, проводят дополнительные испытания. Испы- тания выполняют дважды с интервалом не ме- нее 4 нед у 5 % птиц из стада (не менее 10 птиц и не более 200 птиц); птиц отбирают в возрасте от 12 нед до 16 нед и от 16 нед до 20 нед. Образцы крови для анализа на наличие ан- тител и подходящие образцы для проведения испытания на наличие вируса лейкоза отбирают и исследуют индивидуально.